The Effect of Different Dietary Leucine Levels on Performance, Carcass Quality, and Expression of IGF-1 and Insulin Genes in Broiler Chickens

Document Type : Basic Sciences

Authors

1 Department of Animal Sciences, Faculty of Agriculture, Urmia University, Urmia, Iran

2 Department of Basic Sciences, Faculty of Medical Science, Islamic Azad University Qom Branch, Qom, Iran

3 Department of Animal Sciences, Qom Agriculture and Natural Resources Research and Education Center, Qom, Iran

Abstract

BACKGROUND: Leucine is one of the subgroups of amino acids, which play an important role in the anabolism of muscles, adipose tissue, and the liver by stimulating insulin secretion.
OBJECTIVES: Effects of different levels of leucine were investigated on carcass yield, characteristics, and quality, and expression of insulin-like growth factor (IGF-1) and insulin genes in male broilers.
METHODS: Five levels of L-leucine (100, 110, 120, 130, and 140 % of Ross strain requirements) were tested with 250 male one-day-old chicks in a completely randomized design with five treatments and five replicates (containing 10 chicks each). On day 42 of their age, the blood samples of two birds from each replicate (10 birds per treatment) were taken to determine serum IGF-1 gene expression. Subsequently, these birds were slaughtered for analysis of carcass characteristics and quality, and collecting the samples of liver and breast for expression of IGF-1 and insulin genes.
RESULTS: Body weight increased by consumption of 140 % of leucine as compared to 100 %. Reduction in feed conversion ratio was observed by feeding 140 % of leucine level. The IGF-1 gene expression of breast and liver increased by 110 % of leucine level. Moreover, feeding 110 % of leucine level caused a higher expression of insulin gene in breast and liver. Consumption of 130 % of leucine improved the meat protein, fat, and ash contents. Furthermore, consumption of 110 % of leucine increased the serum IGF-1 concentration.
CONCLUSIONS: Consumption of leucine in broiler diets was found to increase the expression of IGF-1 and insulin genes and consequently, improve the performance and carcass quality. It also decreased the abdominal fat in broiler chickens.

Keywords

Full Text

مقدمه

 

اسیدهای آمینه شاخه‌دار (لوسین، والین و ایزولوسین) نقش‌های متابولیسمی اساسی در تغذیه طیور، بخصوص در مرحله رشد دارند (29). تعادل مناسب اسیدهای آمینه شاخه‌دار در جیره طیور سبب بهبود مسیر تولید انرژی و متابولیسم پروتئین می‌گردد (16). اسیدهای آمینه شاخه‌دار در پرورش مرغ گوشتی، در هنگام گرسنگی، فعالیت شدید و تولید گوشت سینه، به عنوان منبع انرژی ماهیچه‌ها مورد استفاده قرار می‌گیرند. در واقع با کاهش سطوح انرژی (ATP) در طیور، کاتابولیسم اسیدهای آمینه شاخه‌دار لوسین و والین در بافت ماهیچه‌‌ای افزایش می‌یابد (37). بنابراین تغییر منبع انرژی سلول به منابع چربی و کربوهیدرات موجب تغییر مسیر اسیدهای آمینه شاخه‌دار از مسیرهای متابولیک به سمت تولید پروتئین می‌شود. به‌عبارت دیگر اکسیداسیون اسیدهای آمینه شاخه‌‌دار در جوجه‌‌های گوشتی با سرعت رشد بالا، بسیار زیاد می‌باشد. تحت این شرایط، اسیدهای آمینه شاخه‌دار به جای تولید پروتئین عضلات جهت تولید انرژی مورد استفاده قرار می‌‌گیرد. لوسین به عنوان منبع نیتروژن برای سنتز آلانین، گلوتامین و به عنوان پیش‌ساز برای تأمین اسکلت کربنی جهت گلوکونئوژنز در کبد ایفای نقش می‌‌کند (34).

روند سنتز پروتئین در سلول‌های ماهیچه‌ای توسط کمپلکس هدف راپامایسین پستانداران (mammalian target of rapamycin- mTOR) تنظیم می‌گردد. گیرنده‌های mTOR پیام‌هایی از ترکیبات خارج سلولی (که فعال کننده و یا مهار کننده سنتز پروتئین می‌باشند) را دریافت می‌کنند. لوسین می‌تواند یکی از این ترکیبات پیام‌رسان باشد (2). لوسین یکی از اسیدهای آمینه شاخه‌دار است که در عضله اکسید می‌شود (27). لوسین در مقایسه با دو اسیدآمینه شاخه‌دار دیگر، سرعت اکسیداسیون بالاتری دارد (37)؛ اولین نقش این اسید آمینه شرکت در ساختمان پروتئین‌های بدن می‌باشد (3).

 فاکتورهای رشد شبه انسولینی (IGF)، تنظیم کننده‌های مهمی برای تحریک رشد، تحریک طویل‌سازی اسیدهای آمینه، متابولیسم گلوکز، سنتز DNA، سنتز پروتئین و تکثیر و تمایز انواع مختلف سلول‌ها محسوب می‌شوند (38). انسولین و IGF-1 از محرک‌های سنتز پروتئین می‌باشند (18). IGF-1 یک تنظیم کننده کلیدی بالقوه رشد و ترکیب ماهیچه‌های بدن جوجه‌های گوشتی می‌باشد (33). لوسین با تحریک مستقیم فعال سازی mTOR و یا از طریق تحریک سنتز IGF-1 ترشحی از کبد، نقش مهمی در سنتز پروتئین ایفا می‌کند (9،10). نقش دیگر لوسین فعال‌سازی انسولین به عنوان محرک سنتز پروتئین در ماهیچه بخصوص در هنگام دسترسی به میزان کافی اسیدآمینه و انرژی می‌باشد (14،34). در مطالعات گذشته معلوم شد که مصرف خوراکی لوسین موجب افزایش سطوح انسولین سرم می‌شود که سنتز پروتئین القاء شده با این اسید آمینه را تحریک می‌کند (27،30). لوسین به‌عنوان یک سیگنال غذایی، سنتز پروتئین را در سلول‌های چربی و سایر سلول‌ها از طریق مکانیسم‌های مستقل از انسولین تنظیم می‌کند (21،22،31). گزارش شده است که افزایش لوسین به میزان 5/0 گرم در کیلوگرم جیره در جوجه‌های گوشتی میزان چربی لاشه را کاهش داده است (11). از آنجایی که لوسین تنها اسید آمینه‌ای است که می‌تواند موجب افزایش انسولین خون بصورت غیر وابسته به قند خون شود و از تجزیه پروتئین عضلات جلوگیری کند (24،35)، بنابراین مکمل‌سازی لوسین به عنوان مهم‌ترین اسیدآمینه شاخه‌دار، نقش مهار کننده‌‌ای در مورد تجزیه پروتئین‌‌های بدن به ویژه ماهیچه‌ها دارد (34). با وجود منابع انرژی کافی (قند و چربی) مکمل‌سازی لوسین به افزایش تولید پروتئین در عضلات کمک می‌کند. با توجه به نقش‌‌های گسترده متابولیک لوسین و کاهش سن کشتار جوجه‌‌های گوشتی و لزوم تولید لاشه‌‌هایی با چربی کمتر و کیفیت مطلوب‌تر، اهمیت ارزیابی لوسین به عنوان عامل مؤثر در تولید لاشه‌‌های با کیفیت و تعیین سطوح مؤثر از این اسید آمینه اهمیت دو چندانی پیدا کرده است. بنابراین هدف از انجام این مطالعه، بررسی اثر سطوح مختلف اسید آمینه لوسین بر عملکرد، خصوصیات و کیفیت لاشه و بیان ژن‌های IGF-1 و انسولین در جوجه‌های گوشتی نر سویه راس 308 بود.

مواد و روش‌کار

مطالعه حاضر بر پایه طرح کاملاً تصادفی با 250 قطعه جوجه خروس گوشتی یک روزه سویه راس 308 از 1 تا 42 روزگی در 5 تیمار و 5 تکرار (با 10 جوجه در هر تیمار) انجام گردید. کلیه جیره‌های غذایی برای آزمایش براساس داده‌های حاصل از آنالیز مواد خوراکی مورد استفاده برای مراحل آغازین (صفر تا 10 روزگی)، رشد (11 تا 24 روزگی) و پایانی (25 تا 42 روزگی) طبق نیاز‌های تغذیه‌ای ارائه شده در کتابچه راهنمای مدیریتی راس 308 (2014) تنظیم شدند. پنج سطح ال-لوسین (100، 110، 120، 130 و 140 درصد نیاز‌های سویه راس 308)، به‌عنوان تیمار‌های آزمایشی استفاده شدند.

 جیره‌های آزمایشی فاقد هر گونه داروی ضد کوکسیدیوز و آنتی بیوتیک بودند. به منظور آنالیز شیمیایی، 1 کیلوگرم از هر نمونه تهیه و در آسیاب آزمایشگاهی با الک 1 میلی‌متر آسیاب گردید. مقادیر ماده خشک، پروتئین خام، خاکستر و چربی نمونه‌ها طبق روش‌های توصیه شده AOAC (2000) اندازه‌گیری شد. به منظور تعیین پروفایل اسیدهای آمینه ذرت و کنجاله سویا، مقدار 500 گرم از هر نمونه تهیه شد و پروفایل کلیه اسیدهای آمینه مورد استفاده در جیره‌های آزمایشی بخصوص اسید آمینه لوسین و ترکیب شیمیایی در آزمایشگاه مرکزی شرکت دگوسا در تهران با استفاده از روش NIR (Near Infrared Spectroscopy) اندازه‌گیری شد. اسیدآمینه ال-لوسین مورد استفاده در مطالعه حاضر از شرکت ژاپنی آجینوموتو (با خلوص 99 درصد) تهیه شد.

جوجه‌‌ها به محض ورود به صورت انفرادی وزن کشی شدند به طوری که تفاوتی بین وزن اولیه واحدهای آزمایشی وجود نداشت. جوجه‌ها در طول دوره آزمایشی تحت برنامه نوری سویه راس بودند و در طول شبانه روز به صورت آزاد به آب و خوراک دسترسی داشتند. آنالیز شیمیایی مواد خوراکی مورد استفاده در جیره و مقادیر اسیدهای آمینه قابل هضم برای جیره نویسی در نرم افزار UFFDA استفاده شد و جیره بر اساس اسیدهای آمینه قابل هضم تنظیم و ترکیب مواد مغذی جیره پایه گزارش شد. افزایش وزن، مقدار خوراک مصرفی و ضریب تبدیل خوراک در دوره‌‌های آغازین (1- 10 روزه)، رشد (11-24 روزه) و پایانی (25-42 روزه) اندازه‌گیری و محاسبه شدند.

در سن 42 روزگی، 2 قطعه جوجه از هر واحد آزمایشی (10 جوجه از هر تکرار) به طور تصادفی انتخاب، وزن کشی و جهت نمونه‌‌برداری خون و اندازه‌گیری شاخص‌‌های کمی لاشه (درصد لاشه، سینه، ران، کبد، روده کوچک و سنگدان نسبت به وزن بدن) و کیفی لاشه (درصد ماده خشک، چربی، پروتئین و خاکستر) کشتار شدند. خون‌گیری از ورید بال در سن 42 روزگی صورت گرفت. نمونه‌های خون داخل لوله‌های استریل ریخته شد و سپس به مدت 10 دقیقه با دور 3500 در دقیقه سانتریفیوژ گردید و سرم آن‌ها جدا شد. اندازه‌گیری IGF-1 سرم به روش ELISA و کیت IGF-1 شرکت LDN انجام شد.

بعد از وزن‌کشی سینه، 100 گرم ماهیچه سینه از هر مرغ کشتار شده جداسازی و چرخش دو درصد ماده خشک با قرار دادن نمونه‌ها در آون 90 درجه سانتی‌گراد به مدت 24 ساعت اندازه‌گیری شد. درصد چربی خام به روش سوکسوله (,Sweden2050Soxtec) و درصد پروتئین ماهیچه سینه به‌طور غیر مستقیم به وسیله روش کلدال با استفاده از دستگاه کلدال اتوماتیک (, Foss, Sweden2300KjeltecTM) محاسبه شد. درصد خاکستر عضله سینه با قراردادن نمونه‌های فاقد رطوبت در کوره 650 درجه سانتی‌گراد به مدت 24 ساعت تعیین شد (AOAC،2000).

در سن 42 روزگی، نمونه‌های عضله سینه (پکتورالیس) و کبد پرنده‌های کشتار شده به منظور ارزیابی بیان ژن انسولین و IGF-1 اخذ گردید و در آزمایشگاه توسط RNA هولدر در دمای منفی 20 درجه سانتی‌گراد قرار گرفت و برای استخراج RNA در دو Run (دو بار آزمایش برای حصول اطمینان) استفاده گردید. ابتدا بافت کبد و سینه به طور جداگانه در داخل هاون ریخته شده و ازت مایع به آن اضافه شد و به صورت مکانیکی با دسته هاون له شد تا پودر گردد. پودر حاصله در داخل یک میکروتیوب 5/1 سی‌سی استریل ریخته شد و با استفاده از کیت RibospinTM شرکت Gene All کره جنوبی طبق پروتکل مربوطه استخراج گردید (20). تعیین کمیت و کیفیت RNA استخراج شده به ترتیب با استفاده از دستگاه نانو دراپ و روش الکتروفورز انجام شد (تصویر 1).

بعد از استخراج RNA با استفاده از کیت HyperScript TM RT premix (with Random hexamer) شرکت GeneAll،cDNA سنتز شد و در دمای منفی 70 درجه سانتی‌گراد نگهداری شدند. واکنش زنجیره‌ای پلیمراز برای بررسی صحت استخراج cDNA با استفاده از پرایمر‌های طراحی شده (جدول 1) انجام گرفت. بعد از انجام واکنش، محصولات PCR با استفاده از الکتروفورز با ژل آگارز (1 درصد) مورد ارزیابی قرار گرفتند (تصویر 1).

واکنش زنجیره‌ای پلیمراز برای ژن IGF-1 و انسولین با دستگاه ترموسایکلر Reacon-TCY انجام شد. برای سنجش بیان ژن‌های IGF-1 و انسولین از تکنیک Real-Time PCR از نوع سنجش کمی به روش SYBR Green استفاده گردید. همچنین ژن GAPDH به‌عنوان ژن کنترل داخلی انتخاب شد. جهت محاسبه بیان ژن هدف نسبت به رفرنس، از روش - ΔΔCT2 استفاده شد (26).

ΔCT = CT Target – CT GAPDHگروه­ها

ΔCT = CT Target – CT GAPDHکنترل

ΔΔCT = ΔCT sample – ΔCT Refrence RQ = 2-( ΔΔCT)

کلیه داده‌های مطالعه در قالب یک طرح کاملاً تصادفی با 5 تیمار و 5 تکرار برای هر یک با استفاده از رویه GLM و UNIVARIATE نرم افزار آماری SAS (2002) مورد تجزیه و تحلیل قرار گرفتند. برای مقایسه میانگین تیمار‌ها، از آزمون چند دامنه‌ای دانکن در سطح احتمال 5 درصد استفاده گردید. برای آنالیز داده‌های Real Time PCR از نرم افزار REST استفاده شد.

 مدل آماری مطالعه به شرح زیر بود:

Yij =µ+ τi+ϵij

که در این مدل Yij مقدار هر مشاهده، µ اثر میانگین جامعه و τi اثر تیمار آزمایش و εij خطای آزمایشی بود.

نتایج

عملکرد (افزایش وزن بدن): داده‌های جدول 2 نشان می‌دهد که مصرف سطوح 110، 120 و 140 درصد نیاز‌های سویه راس از لوسین باعث افزایش وزن بالاتری در مقایسه با تیمار شاهد در دوره‌‌های آغازین و رشد گردید (05/0>P). در دوره پایانی، مصرف سطوح 120 و 130 درصد لوسین موجب افزایش وزن کمتری در مقایسه با شاهد شد (05/0>P). در حالی‌که در کل دوره، تفاوت معنی‌داری بین تیمارهای آزمایشی برای افزایش وزن مشاهده نشد (05/0<P).

مصرف خوراک: در دوره آغازین با مصرف سطوح 130 و 140 درصد نیاز‌های سویه راس از لوسین میزان مصرف خوراک در مقایسه با شاهد افزایش پیدا کرد در حالی‌که مصرف سطح 120 درصد لوسین موجب کاهش میزان مصرف خوراک گردید (05/0>P). عدم تأثیر سطح لوسین بر میزان مصرف خوراک در دوره رشد و پایانی مشاهده گردید (05/0<P). در کل دوره، مصرف سطوح 110 و 130 درصد لوسین موجب افزایش میزان مصرف خوراک در مقایسه با سایر تیمارهای آزمایشی شد (05/0>P).

ضریب تبدیل خوراک: در جوجه‌های تغذیه شده با سطح 120 درصد لوسین در دوره آغازین، 110 ،120 و 140 درصد لوسین در دوره رشد، 100 و 140 درصد لوسین در دوره پایانی و 100، 120 و 140 درصد لوسین در کل دوره، ضریب تبدیل خوراک پایین‌تر از مقادیر مربوط به سایر تیمار‌های آزمایشی بود (05/0>P).

خصوصیات لاشه: داده‌های جدول 3 نشان می‌دهد که اگر چه مصرف سطح 140 درصد لوسین باعث بیشترین وزن سینه گردید ولی وزن ران را کاهش داد (05/0>P). همچنین درصد لاشه نیز با مصرف سطح 110 درصد نیازهای سویه راس از لوسین بالاترین مقدار بود (05/0>P). البته مصرف سایر سطوح لوسین باعث تولید وزن لاشه بیشتری در مقایسه با شاهد شدند. پایین‌ترین وزن سنگدان در سن 42 روزگی با مصرف 130 درصد لوسین بدست آمد در حالی‌که تفاوتی بین سایر تیمارهای آزمایشی برای وزن سنگدان مشاهده نشد (05/0>P). همچنین بالاترین وزن کبد نیز با مصرف سطح لوسین 140 درصد مشاهده شد (05/0>P). تفاوت معنی‌داری بین سایر سطوح لوسین برای وزن کبد وجود نداشت. چربی حفره بطنی نیز با مصرف همه سطوح لوسین در مقایسه با شاهد کاهش یافت (05/0>P). عدم تأثیر سطوح لوسین بر وزن روده مشاهده گردید (05/0<P).

میزان مواد مغذی گوشت سینه (درصد پروتئین، چربی، خاکستر و ماده خشک): داده‌های جدول 4 نشان می‌دهد که مصرف سطح 130 درصد لوسین موجب افزایش درصد پروتئین و خاکسترگردید (01/0>P). مصرف سطوح 120 و 130 درصد لوسین باعث کاهش درصد چربی عضله سینه (01/0>P) و مصرف سطح 120 درصد لوسین موجب افزایش درصد ماده خشک عضله سینه در مقایسه با شاهد شد (01/0>P).

بیان ژن IGF-1 (بیان ژن IGF-1 در عضله سینه): تصویر 2 نشان می‌‌دهد که مصرف سطوح 110، 120 و 130 درصد لوسین موجب افزایش بیان ژن IGF-1 در عضله سینه گردید (01/0>P). مصرف سطح 140 درصد لوسین، باعث کاهش بیان ژن IGF-1 در عضله سینه در مقایسه با تیمار شاهد شد (01/0>P).

بیان ژن IGF-1 بافت کبد: مصرف سطوح 110 درصد نیازهای سویه راس اسید آمینه لوسین موجب افزایش بیان ژن IGF-1 در بافت کبد شد (تصویر 2، 01/0>P). مصرف سطوح 120 و 130 درصد لوسین موجب افزایش بیان ژن IGF-1 در بافت کبد به میزان کمتری نسبت به سطح 110 درصد در مقایسه با شاهد شد (05/0>P). مصرف سطح 140 درصد لوسین باعث کاهش بیان ژن IGF-1 در بافت کبد گردید (01/0>P).

بیان ژن انسولین (بیان ژن انسولین در عضله سینه): مصرف سطوح 110، 120 و 130 درصد لوسین موجب افزایش بیان ژن انسولین در عضله سینه در 42 روزگی شد (تصویر 2، 01/0>P). بعلاوه، مصرف سطح 140 درصد لوسین باعث کاهش بیان ژن انسولین در عضله سینه در مقایسه با تیمار شاهد گردید (01/0>P).

بیان ژن انسولین در بافت کبد: مصرف سطح 110 درصد لوسین موجب افزایش بیان ژن انسولین در بافت کبد گردید (تصویر 2، 01/0>P). مصرف سطوح 120 و 130 درصد لوسین، موجب افزایش بیان ژن انسولین در بافت کبد به میزان کمتری نسبت به سطح 110 درصد در مقایسه با شاهد شد (05/0>P). مصرف سطح 140 درصد لوسین باعث کاهش بیان ژن انسولین در بافت کبد گردید (01/0>P).

اثرات سطوح متفاوت لوسین بر غلظت IGF-1 سرم: مصرف سطوح 110، 120 و 130 درصد لوسین موجب افزایش غلظت IGF-1 سرم در مقایسه با شاهد شد (01/0>P). مصرف سطح 140 درصد لوسین باعث کاهش غلظت IGF-1 سرم گردید (تصویر 2، 01/0>P).

بحث

عملکرد رشد: در مطالعه حاضر افزودن لوسین به جیره جوجه‌های گوشتی موجب بهبود ضریب تبدیل خوراک و افزایش وزن گردید. این نتایج با مطالعه Erwan در سال 2018 همخوانی داشت. این محقق نشان داد که افزودن لوسین به میزان 5/0 گرم در کیلوگرم جیره غذایی جوجه‌های گوشتی در دوره رشد موجب افزایش وزن بدن و درصد لاشه می‌شود. به نظر می‌رسد این بهبود با تأثیر لوسین بر مکانیسم سیری، کنترل وزن بدن و مصرف کل انرژی بدن مرتبط باشد (3). لوسین در ابتدا mTOR را تحریک می‌کند و موجب افزایش سنتز پروتئین در تمام سلول‌های بدن از جمله سلول‌های عضلانی و سلول‌های بتای لوزالمعده می‌گردد (6).

خصوصیات لاشه و وزن نسبی اندام‌های داخلی: لوسین موجب افزایش درصد لاشه، ران، سینه و کاهش چربی محوطه بطنی در مطالعه اخیر گردید. این نتایج با یافته‌های Donato و همکاران در سال 2007 موافق است. این محققین نشان دادندکه افزودن 5/0 درصد لوسین به جیره غذایی جوجه‌های گوشتی باعث کاهش محتوای چربی بدن گردیده است. لوسین توده چربی را کاهش می‌دهد و متابولیسم گلوکز را بهبود می‌بخشد (37). وجود لوسین به اندازه کافی باعث رشد عضلات ران و سینه جوجه‌های گوشتی می‌شود (24). این بهبود عمدتاً به دلیل تأثیر لوسین بر ماهیچه‌ها و بافت چربی در ساخته شدن استرهایی است که جهت تحریک رشد عضلات و مانع از تجزیه عضلانی مورد استفاده قرار می‌گیرد (24). لوسین با افزایش ترشح انسولین، تنظیم متابولیسم گلوکز و چربی و تغییر متابولیسم سلول‌ها از کربوهیدرات و چربی به سمت پروتئین‌سازی، موجب افزایش محتوای پروتئین بدن و کاهش محتوای چربی بدن می‌گردد. انسولین محتوای پروتئین بدن را از طریق تحریک پروتئین‌سازی در کبد و با واسطه فاکتور‌های رشد شبه انسولین، افزایش می‌دهد.

میزان مواد مغذی گوشت سینه: در مطالعه حاضر، لوسین باعث افزایش درصد پروتئین، ماده خشک و کاهش درصد چربی عضله سینه شد که با مطالعه Corzo و همکاران در سال 2010 موافق است. این محققین گزارش کردند که اسیدهای آمینه شاخه‌دار باعث افزایش آنابولیسم در عضلات، بافت چربی و کبد می‌گردد و این کار به واسطه لوسین به‌عنوان قوی‌ترین اسید آمینه شاخه‌دار انجام می‌گیرد. این بهبود به دلیل نقش لوسین در ساختار پروتئین‌‌های بدن می‌باشد. روند سنتز پروتئین در سلول‌‌ها توسط کمپلکس mTOR تنظیم می‌گردد. گیرنده‌‌های mTOR پیام‌هایی از ترکیبات خارج سلولی (که فعال کننده و یا مهار کننده سنتز پروتئین هستند) را دریافت می‌‌کنند. انسولین و IGF-1 احتمالاً از محرک‌‌های سنتز پروتئین می‌باشند. در بین اسیدهای آمینه شاخه‌دار، لوسین نقش مهمی در تحریک mTOR برای سنتز پروتئین در ماهیچه دارد (2).

بیان ژن‌های IGF-1 و انسولین در عضله سینه و کبد: افزودن لوسین به جیره جوجه‌های گوشتی بیان ژن‌های IGF-1 و انسولین را افزایش داد. هورمون‌های IGF تنظیم کننده‌های مهم تحریک رشد، تحریک طویل‌سازی اسید‌آمینه، متابولیسم گلوکز، سنتز DNA، سنتز پروتئین و تکثیر و تمایز انواع مختلف سلول‌ها محسوب می‌شوند (37). کبد منبع اصلی تولید و ترشح IGF-1 سرم خون می‌باشد. فعالیت IGF-1 در بدن به صورت اندوکرین، پاراکرین و اتوکرین می‌باشد (36)IGF-1 . پاراکرین مهم‌تر از IGF-1 اندوکرین برای رشد ماهیچه می‌باشد (5). IGF-1 به‌عنوان واسطه مهم فعالیت هورمون رشد می‌باشد (5). IGF-1 جذب گلوکز و اسید آمینه و سنتز پروتئین و DNA را تحریک کرده و تجزیه پروتئین را توسط تارهای عضلانی مشتق از سلول‌های اقماری مهار می‌کند (15). IGF-1 همچنین تکثیر انوع سلول‌ها را تحریک می‌کند (15). اثرات آنابولیک انسولین و IGF‌ها در عضله جوجه‌های گوشتی بعد از هچ مشخص شده است (28). IGF-1 یک تنظیم کننده کلیدی بالقوه رشد جوجه‌ها و ترکیب بدنی است (25).

فعالیت IGF-1 در بدن به‌صورت اندوکرین، پاراکرین و اتوکرین می‌باشد (33). هر دو IGF-1 اندوکرین و پاراکرینی می‌توانند در سنتز پروتئین دخالت داشته باشند. یک ارتباط مثبت بین IGF-1 اندوکرین و ضریب رشد وجود دارد. همچنین شواهدی مبنی بر یک ارتباط مثبت بین mRNAIGF-1 عضلانی به‌عنوان فاکتور پاراکرین و رشد عضلانی ژنوتیپ‌های با رشد بالا در مدل‌های ژنتیکی و تغذیه‌ای دیده شده است (23،29). مواد مغذی ممکن است به‌طور مستقیم رشد عضلات را از طریق اثر بر فاکتورهای تنظیمی کنترل کنند. سیستم عصبی و غدد درون ریز به‌عنوان هماهنگ کننده متابولیسم بدن عمل می‌کنند، بنابراین نقش مهمی در تنظیم رشد حیوان دارند (18). فعالیت هورمون رشد در بدن جوجه‌های گوشتی با عامل رشد شبه انسولین انجام می‌شود (7،38). IGF-1 یک ژن کاندیدا برای رشد، ترکیب بدن و سوخت و ساز چربی در طیور می‌باشد که منجر به رشد عضله در گونه‌های مختلف طیور می‌شود (15،32). لوسین به‌عنوان یک تحریک کننده ترشح انسولین محسوب می‌شود و تجویز خوراکی لوسین موجب افزایش سطوح انسولین سرم می‌شود که سنتز پروتئین القاء شده با این اسید آمینه را تحریک می‌کند (27،28). Stipanuk در سال 2007 بیان کرد لوسین به‌عنوان یک سیگنال غذایی، سنتز پروتئین را در سلول‌های چربی و سایر سلول‌ها از طریق مکانیسم‌های مستقل از انسولین تنظیم می‌کند (21،35). لوسین تنها اسید آمینه‌ای می‌باشد که مستقل از قند خون می‌تواند موجب افزایش انسولین خون شود و از تجزیه پروتئین عضلات جلوگیری می‌کند (12). لوسین به تولید انرژی کمک می‌کند و این ‌کار در نتیجه تحریک و تولید انسولین صورت می‌گیرد که باعث جذب بیشتر گلوکز توسط سلول‌های عضله از گردش خون می‌شود. گلوکز جذب شده نیز به‌عنوان منبع انرژی استفاده می‌شود.

انسولین همگام با اسیدهای آمینه شاخه‌دار باعث تسهیل ورود اسیدهای آمینه (بجز تریپتوفان) به داخل عضله می‌شود تا برای ساختن بافت عضلانی مورد استفاده قرار گیرد. هنگامی‌که لوسین در عضلات اسکلتی تجزیه می‌شوند (بالاترین میزان اکسیداسیون را دارد)، تبدیل به آلانین و گلوتامین می‌شود و این اسیدهای آمینه در نگهداری تعادل قند خون مهم هستند (12). لوسین از راه فعال کردن mTOR در نتیجه فسفوریله شدن پروتئین ریبوزومی 70 کیلو دالتونی S6 کیناز (P70S6K) یا همان S6K1 منجر به آغاز ترجمه mRNA و سنتز پروتئین می‌گردد (17). لوسین از راه تحریک نشانه پردازی mTOR در هیپوتالاموس به ویژه در ناحیه نورون‌های اورکسیژنیک (اشتها آور) بیان کننده نوروپپتید y و پروتئین وابسته به ژن آگوتی، مصرف خوراک را کاهش می‌دهد (9).

به جز لوسین اسید آمینه دیگری نشانه‌پردازی mTOR در هیپوتالاموس را تنظیم نمی‌کند (1). Corzo و همکاران در سال2010 ثابت کردند که اسیدهای آمینه شاخه‌دار این قابلیت را دارند تا باعث افزایش آنابولیسم در عضلات، بافت چربی و کبد گردند و این کار به واسطه لوسین به‌عنوان قوی‌ترین اسید آمینه انجام می‌گیرد. لوسین یک اثر قابل توجه بر چرخه پروتئین اعمال کرده و قادر است کاتابولیسم اسیدهای آمینه از قبیل والین و ایزولوسین را افزایش دهد. این اثر با دخالت غیر مستقیم از طریق کاهش فعالیت یک آنزیم مسئول کاتابولیسم این اسیدهای آمینه ایجاد می‌شود و نتیجه آن کاهش غلظت اسیدهای آمینه بدن است (11). لوسین فسفوریله شدن mTOR را به یک روش اختصاصی در سلول تحریک می‌کند و باعث فسفوریله شدن پروتئین ریبوزومی S6kinase-1 و فاکتور آغازگر ترجمه یوکاریوتیک 4E-binding protein-1 و بنابراین تشکیل مجموعه آغازگر ترجمه می‌گردد.

فعال شدن mTOR همچنین می‌تواند باعث مهار تجزیه پروتئین داخل سلولی از راه مکانیسم‌های دخیل در اتوفاژی و سایر مسیرهای ناشناخته گردد (13). Corzo و همکاران در سال 2007 گزارش کردند که نقش اسیدهای آمینه شاخه‌دار به‌عنوان سیگنال‌های مواد مغذی یا قابلیت دسترسی کاملاً مشخص است چرا که این اسیدهای آمینه در اکثر گونه‌های حیوانی توسط کبد به مقادیر کمی برداشت می‌شود. همچنین این محققین بیان کردند که لوسین موجب تحریک ترشح انسولین می‌شود. Bruhat و همکاران در سال 2009 گزارش کردند که اثرات تنظیمی لوسین بر بیان ژن ممکن است توسط فاکتورهای نسخه برداری (شامل ناحیه بازی لوسین، فاکتورهای زیپ کننده، فاکتورهای فعال کننده نسخه‌برداری و پروتئین تقویت کننده اتصال CCAAT) میانجی‌گری شود. همچنین اثرات تنظیمی لوسین می‌تواند از طریق توالی‌های تنظیمی اختصاصی (شامل عناصر پاسخ اسید آمینه، عناصر پاسخ حساس به خوراک و جایگاه‌های چندگانه) در ژن پروموتور و عناصر متمایز از عناصر پاسخ اسید آمینه یا عناصر پاسخ حساس به خوراک نیز میانجی‌گری گردد.

نتیجه‌گیری: مطالعه حاضر بیانگر آن است که مکمل ال-لوسین، بیان mRNA ژن IGF-1 و بیان mRNA ژن انسولین را در عضله سینه وکبد جوجه‌های گوشتی نر سویه راس 308 افزایش می‌دهد. افزایش تولید IGF-1 و انسولین، از طریق تحریک کمپلکس mToR موجب افزایش سنتز پروتئین در عضلات و کبد شده و در نتیجه افزایش وزن عضله سینه و لاشه و بهبود خصوصیات و کیفیت لاشه (کاهش چربی محوطه بطنی) را به دنبال دارد.

سپاسگزاری

نویسندگان از همکاری پژوهشگران و پرسنل مرکز تحقیقات جهاد کشاورزی استان قم و آزمایشگاه‌های امین و پاستور به ویژه آقایان کلهر و طاهری کمال تشکر و قدردانی می‌نمایند.

تعارض منافع

بین نویسندگان تعارض در منافع گزارش نشده است.

References

  1. References

     

    1. Anthony, J.C., Yoshizawa, F., Anthony, T.G., Vary, T.C., Jefferson, L.S., Kimball, S.R. (2000). Leucine stimulates translation initiation in skeletal muscle of postabsorptive rats via a rapamycin-sensitive pathway. J Nutr, 130(10), 2413-2419. https://doi.org/10.1093/jn/130.10.2413 PMID: 11015466
    2. Baker, D.H. (2005). Tolerance for branched-chain amino acids in experimental animals and humans. J Nutr, 135(6), 1585S-1590S. https://doi.org/10.1093/jn/135.6.1585S PMID: 15930474
    3. Bruhat, A., Chérasse, Y., Chaveroux, C. (2009). Amino acids as regulators of gene expression in mammals: molecular mechanisms. Biofactors, 35(4), 249-57. https://doi.org/10.1002/biof.40 PMID: 19415732
    4. Boutry, C., El-Kadi, S.W., Suryawan, A., Wheatley, S.M., Orellana, R.A., Kimball, S.R., Nguyen, H.V., Davis, T.A. (2013). Leucine pulses enhance skeletal muscle protein synthesis during continuous feeding in neonatal pigs. Am J Physiol-Endocrinol Metab, 305(5), E620-E631. https://doi.org/10.1152/ajpendo.00135.2013 PMID: 23839523
    5. Butler, A.A., LeRoith, D. (2001). Minireview: tissue-specific versus generalized gene targeting of the igf1 and igf1r genes and their roles in insulin-like growth factor physiology. Endocrinol, 142(5), 1685-1688. https://doi.org/10.1210/endo.142.5.8148 PMID: 11316729
    6. Chang, Y., Cai, H., Liu, G., Chang, W., Zheng, A., Zhang, S., Liao, R., Liu, W., Li, Y., Tian, J. (2015). Effects of dietary leucine supplementation on the gene expression of mammalian target of rapamycin signaling pathway and intestinal development of broilers. Anim Nutr, 1(4), 313-319. https://doi.org/10.1016/j.aninu.2015.11.005 PMID: 29767001
    7. Corzo, A., Dozier III, W., Loar, R., Kidd, M., Tillman, P. (2010). Dietary limitation of isoleucine and valine in diets based on maize, soybean meal, and meat and bone meal for broiler chickens. Br Poult Sci, 51(4), 558-563. https://doi.org/10.1080/00071668.2010.507242 PMID: 20924851
    8. Corzo, A., Kidd, M.T., Dozier, W.A., Vieira, S.L. (2007). Marginality and needs of dietary valine for broilers fed certain all-vegetable diet. J Appl Poult Res, 16, 546–554.
    9. Cota, D., Proulx, K., Smith, K.A.B., Kozma, S.C., Thomas, G., Woods, S.C., Seeley, R.J. (2006). Hypothalamic mTOR signaling regulates food intake. Sci, 312(5775), 927-930. https://doi.org/10.1126/science.1124147 PMID: 16690869
    10. D'Mello, J., Lewis, D. (1970). Amino acid interactions in chick nutrition: 2. Interrelationships between leucine, isoleucine and valine. Br Poult Sci, 11(3), 313-323. https://doi.org/10.1080/00071667008415821 PMID: 5433122
    11. Donato Jr, J., Pedrosa, R.G., de Araújo Jr, J.A., de Oliveira Pires, I.S., Tirapegui, J. (2007). Effects of leucine and phenylalanine supplementation during intermittent periods of food restriction and refeeding in adult rats. Life Sci, 81(1), 31-39. https://doi.org/10.1016/j.lfs.2007.04.015 PMID: 17512018
    12. Erwan, E. (2018). Supplementation of caloric-and protein-restricted diets with L-leucine stimulates food intake and improves carcass characteristics in broiler chickens. Int J Poult Sci, 28-33. http://repository.uin-suska.ac.id/id/eprint/12764
    13. Erwan, E., Alimon, A.R., Sazili, A.Q., Yaakub, H., Karim, R. (2011). Effects of levels of l-Leucine supplementation with sub-optimal protein in the diet of grower-finisher broiler chickens on carcass composition and sensory characteristics. Asian Australas J Anim Sci, 24 650-654. https://doi.org/10.5713/ajas.2011.90293
    14. Garlick, P.J. (2004). The nature of human hazards associated with excessive intake of amino acids. J Nutr, 134(6), 1633S-1639S. https://doi.org/10.1093/jn/134.6.1633S PMID: 15173443
    15. Kadlec, J., Hosnedlová, B., Řehout, V., Čítek, J., Večerek, L., Hanusová, L. (2011). Insulin-like growth factor-I gene polymorphism and its association with growth and slaughter characteristics in broiler chickens. J Agrobiol, 28(2), 157-163. https://doi.org/10.2478/v10146-011-0017-4
    16. Kainulainen, H., Hulmi, J.J., Kujala, U.M. (2013). Potential role of branched-chain amino acid catabolism in regulating fat oxidation. Exerc Sport Sci Rev, 41(4), 194-200. https://doi.org/10.1097/JES.0b013e3182a4e6b6 PMID: 23873132
    17. Kimball, S.R., Jefferson, L.S. (2006). New functions for amino acids: effects on gene transcription and translation. Am J Clin Nutr, 83(2), 500S-507S. https://doi.org/10.1093/ajcn/83.2.500S PMID: 16470021
    18. Kita, K., Nagao, K., Okumura, J. (2005). Nutritional and tissue specificity of IGF-I and IGFBP-2 gene expression in growing chickens-a review. Asian-Australasian J Anim Sci, 18(5), 747-754. https://doi.org/10.5713/ajas.2005.747
    19. Li, F., Yin, Y., Tan, B., Kong, X., Wu, G. (2011). Leucine nutrition in animals and humans: mTOR signaling and beyond. Amino Acids, 41(5), 1185. https://doi.org/1007/s00726-011-0983-2 PMID: 21773813
    20. Livak, K.J., Schmittgen, T.D. (2001). Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2− ΔΔCT method. Methods, 25(4), 402-408. https://doi.org/10.1006/meth.2001.1262 PMID: 11846609
    21. Lynch, C.J., Hutson, S.M., Patson, B.J., Vaval, A., Vary, T.C. (2002). Tissue-specific effects of chronic dietary leucine and norleucine supplementation on protein synthesis in rats. Am J Physiol-Endocrinol Metab, 283(4), E824-E835. https://doi.org/10.1152/ajpendo.00085.2002 PMID: 12217901
    22. Lynch, C.J., Patson, B.J., Anthony, J., Vaval, A., Jefferson, L.S., Vary, T.C. (2002). Leucine is a direct-acting nutrient signal that regulates protein synthesis in adipose tissue. Am J Physiol-Endocrinol Metab, 283(3), E503-E513. https://doi.org/10.1152/ajpendo.00084.2002 PMID: 12169444
    23. Naranjo, W.M., Yakar, S., Sanchez-Gomez, M., Perez, A.U., Setser, J., LeRoith, D. (2002). Protein calorie restriction affects nonhepatic IGF-I production and the lymphoid system: studies using the liver-specific IGF-I gene-deleted mouse model. Endocrinol, 143(6), 2233-2241. https://doi.org/10.1210/endo.143.6.8852 PMID: 12021187
    24. Ospina-Rojas, I., Murakami, A., Duarte, C., Nascimento, G., Garcia, E., Sakamoto, M., Nunes, R. (2017). Leucine and valine supplementation of low-protein diets for broiler chickens from 21 to 42 days of age. Poult Sci, 96(4), 914-922. https://doi.org/3382/ps/pew319 PMID: 27664200
    25. Oudin, A., Chevalier, B., Simon, J., Duclos, M. (1998). Muscle insulin-like growth factor-I (IGF-I) receptors in chickens with high or low body weight: effects of age and muscle fibre type. Growth Hormone & IGF Res, 8(3), 243-250. https://doi.org/10.1016/S1096-6374(98)80117-2 PMID: 10984313
    26. Rao, X., Huang, X., Zhou, Z., Lin, X. (2013). An improvement of the 2ˆ (–delta delta CT) method for quantitative real-time polymerase chain reaction data analysis. Biostatistics, Bioinformatics and Biomathematics, 3(3), 71. PMID: 25558171
    27. Rogero, M.M., Tirapegui, J. (2008). Aspectos atuais sobre aminoácidos de cadeia ramificada e exercício físico. Revista Brasileira de Ciências Farmacêuticas, 44(4), 563-575. https://doi.org/10.1590/S1516-93322008000400004
    28. Sancak, Y., Peterson, T.R., Shaul, Y.D., Lindquist, R.A., Thoreen, C.C., Bar-Peled, L., Sabatini, D.M. (2008). The rag GTPases bind raptor and mediate amino acid signaling to mTORC1. Sci, 320(5882), 1496-1501. https://doi.org/1126/science.1157535 PMID: 18497260
    29. Shimomura, Y., Yamamoto, Y., Bajotto, G., Sato, J., Murakami, T., Shimomura, N., Kobayashi, H., Mawatari, K. (2006). Nutraceutical effects of branched-chain amino acids on skeletal muscle. J Nutr, 136(2), 529S-532S. https://doi.org/10.1093/jn/136.2.529S PMID: 16424141
    30. Stipanuk, M.H. (2007). Leucine and protein synthesis: mTOR and beyond. Nutr Rev, 65(3), 122-129. https://doi.org/1111/j.1753-4887.2007.tb00289.x PMID: 17425063
    31. Suryawan, A., Nguyen, H.V., Almonaci, R.D., Davis, T.A. (2013). Abundance of amino acid transporters involved in mTORC1 activation in skeletal muscle of neonatal pigs is developmentally regulated. Amino Acids, 45(3), 523-530. https://doi.org/1007/s00726-012-1326-7 PMID: 22643846
    32. van Vught, A.J., Nieuwenhuizen, A.G., Brummer, R.-J.M., Westerterp-Plantenga, M.S. (2008). Effects of oral ingestion of amino acids and proteins on the somatotropic axis. J Clin Endocrinol Metab, 93(2), 584-590. https://doi.org/1210/jc.2007-1784 PMID: 18029456
    33. Velloso, C. (2008). Regulation of muscle mass by growth hormone and IGF‐I. Br J Pharmacol, 154(3), 557-568. https://doi.org/1038/bjp.2008.153 PMID: 18500379
    34. Wu, G., Bazer, F.W., Dai, Z., Li, D., Wang, J., Wu, Z. (2014). Amino acid nutrition in animals: protein synthesis and beyond. Annu Rev Anim Biosci, 2(1), 387-417. https://doi.org/1146/annurev-animal-022513-114113 PMID: 25384149
    35. Yang, J., Chi, Y., Burkhardt, B.R., Guan, Y., Wolf, B.A. (2010). Leucine metabolism in regulation of insulin secretion from pancreatic beta cells. Nutr Rev, 68(5), 270-279. https://doi.org/1111/j.1753-4887.2010.00282.x PMID: 20500788
    36. Yin, Y., Yao, K., Liu, Z., Gong, M., Ruan, Z., Deng, D., Tan, B., Liu, Z., Wu, G. (2010). Supplementing L-leucine to a low-protein diet increases tissue protein synthesis in weanling pigs. Amino Acids, 39(5), 1477-1486. https://doi.org/1007/s00726-010-0612-5 PMID: 20473536
    37. Zhang, S., Qiao, S., Ren, M., Zeng, X., Ma, X., Wu, Z., Thacker, P., Wu, G. (2013). Supplementation with branched-chain amino acids to a low-protein diet regulates intestinal expression of amino acid and peptide transporters in weanling pigs. Amino Acids, 45(5), 1191-1205. https://doi.org/1007/s00726-013-1577-y PMID: 23990159
    38. Zhou, H., Mitchell, A., McMurtry, J., Ashwell, C., Lamont, S. J. (2005). Insulin-like growth factor-I gene polymorphism associations with growth, body composition, skeleton integrity, and metabolic traits in chickens. Poult Sci, 84(2), 212-219. https://doi.org/10.1093/ps/84.2.212 PMID: 15742956
Journal of Veterinary Research
Volume 76, Issue 3
September 2021
Pages 359-371

Files

Share

How to cite

Statistics