Investigating the Effect of Microencapsulation of Lactobacillus Plantarum Bacteria with Chitosan/Alginate Microparticles on Oxidative Stress Indices in Nile Tilapia Fish (Oreochromis niloticus)

Document Type : Aquatic Animal Health Management

Authors

1 Graduated from the Ahvaz Branch, Islamic Azad University, Ahvaz, Iran

2 Department of Fisheries, Ahvaz Branch, Islamic Azad University, Ahvaz, Iran

Abstract

BACKGROUND: Microencapsulation of probiotic bacteria is an area that has rapidly expanded over the recent years. It is one of the new methods of improving probiotics stability, through which the biological agents are protected with an enclosed coating to release the active agents within the coating at a controlled rate in time and under special conditions.
OBJECTIVES: The present study the aims to evaluate the effect of Lactobacillus plantarum microencapsulation with chitosan/alginate microparticles on the oxidative response of Nile tilapia fish (Oreochromis niloticus).
METHODS: Herein, 240 pieces of Nile tilapia, with an average weight of 15.56±0.02 g, were randomly divided into four groups as follows: group1 or control with a diet without probiotics, groups 2, 3, and 4 respectively with a diet containing 108 Log CFU/g of unencapsulated Lactobacillus plantarum, a diet containing microencapsulated Lactobacillus plantarum, and with feed containing alginate with chitosan without the presence of bacteria. They were fed for 60 days at the rate of 2 % of body weight twice a day.
RESULTS: The activity level of oxidative enzymes, biochemical factors, and liver enzymes of the Nile tilapia fish were investigated. The findings revealed that oxidative enzymes, biochemical factors, and liver enzymes were positively affected in the groups with microencapsulated Lactobacillus plantarum (P<0.05). The three enzymes of alanine transaminase, aspartate transaminase, and alkaline phosphatase were higher in the micro-encapsulated probiotic group compared to the two groups of probiotics and alginate with chitosan without the presence of bacteria, and all the three groups performed better compared to the control (P<0.05).
CONCLUSIONS: Microencapsulation of probiotics maximizes the efficiency of probiotics in reducing oxidative stress.

Keywords

Full Text

مقدمه

 

آبزی‌پروری در دهه‌های گذشته به شدت رشد کرده و به یک صنعت مهم اقتصادی تبدیل شده است. بخش آبزی‌پروی سریع‌ترین رشد را در بین بخش‌های تولیدکننده مواد غذایی در سطح جهان دارد (1). پرورش متراکم ماهی، برای به حداکثر رساندن عملکرد در واحد سطح، در راستای افزایش تولید ماهی و در جهت تقاضای جهانی مورد استفاده قرار می‌گیرد (2). با این حال، چالش‌ گرانی خوراک ماهی و شیوع مکرر بیماری‌، مشکلات عمده‌ای را برای گسترش آبزی‌پروری ایجاد کرده است (3). آنتی‌بیوتیک‌ها و مواد شیمیایی برای درمان بیماری‌های موجود در آبزیان مورد استفاده قرار می‌گیرند (4)، اما استفاده مکرر از مواد شیمیایی، مشکلات زیادی برای سلامت انسان، ماهی و محیط‌زیست دارد. از این رو، بسیاری از کشورها مصرف آنتی‌بیوتیک در بخش دام و آبزی‌پروری را ممنوع کرده‌اند (5). امروزه، پروبیوتیک‌ها، گروهی از میکروارگانیسم‌های مفید در آبزی‌پروری، برای بهبود عملکرد رشد، پاسخ ایمنی، مقاومت در برابر بیماری‌ها و همچنین جایگزینی برای آنتی‌بیوتیک‌ها هستند (6).

از نظر تحریک رشد، پروبیوتیک‌ها با تعدیل آنزیم‌های گوارشی مانند پروتئازها، آمیلازها و لیپازهای روده‌ ماهی (7)، کارایی استفاده از مواد مغذی را بهبود داده (8) و کارایی سیستم ایمنی در برابر باکتری‌های بیماریزا را ارتقا می‌دهند (9). پروبیوتیک‌ها با تجمع در داخل روده با پاتوژن‌ها رقابت کرده و از چسبیدن آن‌ها به دیواره روده جلوگیری کرده و دسترسی آن‌ها به مواد مغذی را محدود می‌کنند. باکتری‌های مفید، مواد آنتی‌باکتریایی نظیر باکتریوسین و اسیدهای آلی که بر روی ساختار مورفولوژی روده مؤثر هستند را افزایش می‌دهند (10،11). در استفاده از گونه‌های مختلف پروبیوتیک‌ توجه به ویژگی زنده‌مانی سلول‌های پروبیوتیک از اهمیت بالایی برخوردار است، چرا که باید قابلیت حیات در روده بزرگ را داشته باشند تا به تعداد مناسبی تکثیر و اثرات مفید روی سلامتی آبزی را القا نمایند (12). از روش‌های نوین پایداری پروبیوتیک‌ها استفاده از فن‌آوری ریزپوشانی (استفاده از نانو و میکروانکپسولاسیون) است. ریزپوشانی در واقع فرآیندی است که عوامل زیستی و یا غیرزیستی عمل‌کننده (به صورت ذرات ریز در حد نانومتر یا میکرومتر) به‌وسیله پوششی محصور و نسبت به عوامل مختلف محیط قرار گرفته در آن، محافظت می‌گردند تا در زمان و تحت شرایط ویژه عوامل فعال درون پوشش خود را با سرعت کنترل شده‌ای آزاد کنند (13). ترکیب کیتوزان و آلژینات یکی از مؤثرترین روش‌ها جهت بهبود ریزپوشانی گونه‌های مختلف لاکتوباسیلوس است (14). آلژینات سدیم از جلبک قهوه‌ای به‌دست می‌آید (15) و ترکیب نمکی اسیدآلژینیک است (16). کیتوزان به عنوان یک فیلم نیمه‌نفوذپذیر یک لایه نازک روی محصول ایجاد کرده و به صورت یک مکانیسم حفاظتی اتمسفر درونی را تغییر داده و باعث تنظیم انتقال اکسیژن، دی‌اکسیدکربن و بخار آب می‌شود (17) و همچنین این ماده بر روی طیف وسیعی از میکروارگانیسم‌ها، خاصیت ضدمیکروبی نشان داده است (18).

در مطالعه حاضر پروبیوتیک مورد استفاده گونه لاکتوباسیلوس پلانتاروم(Lactobacillus plantarum)  از خانواده باکتری‌های پروبیوتیک گرم‌مثبت بوده که علاوه بر ارزش تغذیه‌ای (19)، بر ایمنی اختصاصی ماهی تأثیرگذار می‎باشد (20). ارزیابی تأثیر پروبیوتیک‌ها و سایر محرک‌های ایمنی و رشد، از طریق فاکتورهای شناخته شده مختلفی انجام می‌گیرد از جمله شاخص‌های اکسیداتیو، فاکتورهای بیوشیمیایی و آنزیم‌های کبدی و خونی ماهی که از مهم‌ترین عوامل ارزیابی سلامت ماهی می‌باشند که باعث افزایش مقاومت در برابر عوامل بیماریزا شده و نهایتاً سبب سلامت و رشد بهتر ماهی می‌شوند (21). تأثیر فرآیند ریزپوشانی پروبیوتیک بر ماهی تیلاپیا، به عنوان یکی از مهم‌ترین گونه‌های پرورشی در سراسر جهان، تاکنون در ایران انجام نشده است. از این رو مطالعه حاضر با هدف ارزیابی اثر ریزپوشانی باکتری لاکتوباسیلوس پلانتاروم (L. plantarum) با ریزذرات کیتوزان/آلژینات بر روی پاسخ اکسیداتیو، فاکتورهای بیوشیمیایی و آنزیم‌های کبدی ماهی تیلاپیای نیل (Oreochromis niloticus) انجام شد تا بتوان شاخص‌های ایمنی را تقویت نمود.

مواد و روش کار

انتخاب باکتری: لاکتوباسیلوس پلانتاروم (L. plantarum) مورد استفاده در مطالعه حاضر بر اساس شکل کلنی و مورفولوژی سلولی، رنگ‌آمیزی گرم، ویژگی‌های بیوشیمیایی و تعیین توالی ژن SrRNA 16 (شماره دسترسی در GenBank ، EU520326) شناسایی شد. این سویه به مدت 30 ساعت در دمای 37 درجه‌ سانتی‌گراد در محیط MRS براث (BD Difco,  Sparks, MD, USA) کشت داده شد.

ریزپوشانی‌کردن باکتری با آلژینات/کیتوزان: 2 درصد آلژینات‌سدیم (Sigma-Aldrich, St. Louis, USA) پس از مخلوط شدن در آب مقطر و استریل شدن، 1 درصد سوسپانسیون پروبیوتیک (Log CFUg -1 108) به آن اضافه شد. برای تشکیل امولسیون مخلوط حاصل در 150 میلی‌لیتر روغن کانولا حاوی 5/1درصد توئین 80 (Sigma-Aldrich, St. Louis, USA) ریخته و با استفاده از همزن مغناطیسی به مدت 5 دقیقه امولسیون یکنواختی تشکیل شد. به منظور تشکیل کپسول به محلول، 150 میلی‌لیتر کلریدکلسیم 1/0 مولار اضافه شد. به منظور جداسازی کپسول‌ها، از سانتریفیوژ با 2500 دور در دقیقه به مدت 5 دقیقه استفاده شد. کپسول‌ها با سرم فیزیولوژی 9/0 درصد شسته و در دمای 4 درجه سانتی‌گراد نگهداری شدند. 4 گرم کیتوزان (با وزن ملکولی پایین- Sigma-Aldrich, St. Louis, USA) در 90 میلی‌لیتر آب مقطر حل و با اسیداستیک گلاسیال به غلظت نهایی 4/0 درصد (W/V) رسید. کپسول‌های آلژینات‌سدیم در این محلول پراکنده شدند (100 دور در دقیقه تا 40 دقیقه) تا علمیات پوشش‌دهی به طور کامل انجام شود. دانه‌های پوشش داده شده با کیتوزان با آب مقطر شسته و استفاده شدند (22).

معرفی تیمارهای مورد بررسی: تعداد 480 قطعه ماهی با میانگین وزنی 02/0±56/15 گرم از یکی از کارگاه‌های تکثیر تیلاپیا در شهر یزد تهیه و پس از انتقال به محل نگهداری به شکل تصادفی در مخازن پلاستیکی 150 لیتری و دمای 2±27 درجه‌ سانتی‌گراد ذخیره شدند. طول مدت پرورش 60 روز بود (جدول 1). نحوه چیدن مخازن به صورت بلوک‌های تصادفی و تغذیه 2 بار در روز (7 صبح و 6 عصر) و به صورت دستی انجام شد. 30 درصد آب به شکل روزانه و 100 درصد آب هفته‌ای 1 بار تعویض ‌شد. به منظور آماده سازی باکتری‌ لاکتوباسیلوس پلانتاروم و افزودن آن‌ها به غذای ماهیان از روش توصیه شده توسط Jiang و همکاران در سال ۲۰۱۳ (۲۳)، Planas و همکاران در سال ۲۰۰۴ (۲۴) و Vine و همکاران در سال ۲۰۰۶ (۲۵) استفاده شد. باکتری‌ لاکتوباسیلوس پلانتاروم در محیط مایع MRS در شرایط بی‌هوازی کشت داده ‌شد. پس از رشد، باکتری‌ها با سانتریفیوژ جداسازی و شستشو شدند و تعداد آن‌ها به کمک لوله‌های استاندارد مک فارلند (غلظت 108 باکتری در گرم خوراک ماهی‌ها) تنظیم گردید. جیره‌های آزمایشی (جدول 2) به صورت پودر آسیاب شد و کاملاً با روغن سویا مخلوط و آب برای تولید خمیر به آن اضافه شد. سپس خمیر آسیاب و به شکل گلوله‌ درآمدند. پالت‌ها در فر با دمای 50 درجه‌ سانتی‌گراد جهت رسیدن رطوبت به حدود 10 درصد خشک و تا زمان استفاده در دمای 4 درجه‌ سانتی‌گراد نگهداری شدند.

خون‌گیری: در انتهای دوره‌ تغذیه جهت بررسی پارامترهای بیوشیمیایی و آنزیم‌های کبدی سرم ماهی، از هر تیمار 12 عدد ماهی انتخاب و پس از بیهوشی با استفاده از پودر میخک (ppm200، 20 دقیقه)، خون‌گیری از ساقه دمی انجام گرفت (26). نمونه‌های خون به لوله‌های اپندروف حاوی هپارین منتقل و در دمای اتاق به مدت 1 ساعت و 4 درجه‌سانتی‌گراد به مدت 4 ساعت انکوبه شدند. پس از انعقاد، خون با دور 2000 دور در دقیقه به مدت 10 دقیقه و در دمای 4 درجه‌ سانتی‌گراد، سانتریفیوژ و سرم در دمای 20- درجه سانتی‌گراد نگهداری شد.

اندازه‌گیری فاکتورهای بیوشیمیایی خون: فاکتورهای بیوشیمیایی خون با استفاده از کیت‌های شرکت پارس آزمون و با استفاده از دستگاه اسپکتروفتومتر UV/VIS (مدل 2100) یونیکو ساخت آمریکا اندازه‌گیری شدند. گلوگز به روش اکسیداز، کلسترول به روش کلسترول اکسیداز، تری‌گلیسرید به روش آنزیمی لیپاز، کلسیم، منیزیم و اوریک‌اسید با استفاده از کیت‌های تجاری شرکت پارس آزمون اندازه‌گیری شدند (27). سدیم به روش شعله‌سنجی با فلیم فتومتر Jenway و با استفاده از محلول‌ها و استانداردهای مربوطه (28) و کلر به صورت دستی با استفاده از کیت آزمایشگاهی زیست­شیمی اندازه‎گیری شد. اندازه‌گیری هورمون کورتیزول خون با روش رادیوایمونواسی با استفاده از دستگاه Gamma counter مدل L.K.B ساخت کشور فنلاند و با بکارگیری کیت‌های هورمونی ایمونوتک ساخت کشور فرانسه (1251 RIA Kit) انجام شد. به این منظور ابتدا 10 میکرولیتر از پلاسما و 500 میکرولیتر از هورمون کورتیزول نشاندار به میکروتیوپ‌ها اضافه و سپس میکروتیوپ‌ها پس از ورتکس شدن، به مدت 45 دقیقه در دمای اتاق انکوبه شدند. پس از آن محتوای میکروتیوپ‌ها خالی شده و پس از خشک‌شدن، مقدار تشعشعات گامای آن‌ها اندازه‌گیری شد. اندزه‌گیری کراتین به روش اصلاح شده ژافه انجام شد.

اندازه‌گیری آنزیم‌های کبدی: سنجش آنزیم‌های کبدی با استفاده از کیت‌های شرکت پارس‌آزمون و با دستگاه آتوآنالایزر انجام شد. سطح فعالیت آنزیم‌های آسپارتات آمینوترانسفراز (AST)، آلانین آمینوترانسفراز (ALT) سرم براساس مقدار مصرف NADPH در طول موج 340 نانومتر و آلکالین فسفاتاز (ALP) براساس تبدیل نیتروفنیل فسفات به نیتروفنول و فسفات در طول موج 405 نانومتر تعیین و بر اساس میزان جذب نوری OD محاسبه گردید (29). سنجش آنزیم کاتالاز در سرم بر اساس تشکیل کمپلکس زرد رنگ در اثر واکنش آمونیوم مولیبدات با پراکسید هیدروژن انجام شد. این تغییر رنگ در طول موج 410 نانومتر اندازه‌گیری شد. اندازه‌گیری مالون‌دی‌آلدئید با استفاده از کیت‌ آزمایشگاهی شرکت آنزان‌شیمی و بر اساس تشکیل MDA-TBA adduct بین یک مولکول MDA و دو مولکول تیوباربیتیوریک‌اسید بود که جذب نوری کمپلکس حاصله در طول موج 532 نانومتر قرائت و غلظت TBARS بافت در مقایسه با منحنی استاندارد MDA تعیین شد. بلافاصله جذب نوری نمونه بافتی، بلانک نمونه عصاره بافتی و استانداردها در برابر آب مقطر در طول موج 532 نانومتر با استفاده از دستگاه میکروپلیت‌ریدر خوانده شد (30).

میزان سوپراکسیددیسموتاز (SOD) با استفاده از روش تست تقلیل رنگ (Nitro Blue Tetrazolium) NBT سنجش شد. در این روش 1/0 میلی‌لیتر سرم ماهی به 2 میلی‌لیتر محلول واکنش‌پذیر (2/0 میلی‌مول گزانتین، 12/0 میلی مول NBT، 49/0 واحد گزانتین اکسیداز و 1/0 مول بافر فسفات) اضافه و در دمای 37 درجه‌ سانتی‌گراد به مدت 20 دقیقه انکوبه شد. میزان تقلیل رنگ با استفاده از اسپکتوفتومتر در طول موج 560 نانومتر سنجیده و به صورت درصد کاهش مهار قرائت گردید (30). میزان گلوتاتیون (GSH) به روش اسپکتروفتومتری و با استفاده از دی‌تیو- بیس نیتروبنزوئیک‌اسید (DTNB) شرکت سیگما (امریکا) و بر اساس روش Ellman در سال 1959 (31) و گلوتاتیون پراکسیداز بر اساس روش Peglia و Valentine در سال 1976 (32) اندازه‌گیری شد. سوپراکسیددسموتاز (SOD) با استفاده از کیت شرکت رندوکس (انگستان) و بدین صورت که اضافه‌کردن گزانتین و گزانتین‌اکسیداز به عصاره بافت ماهی، تولید رادیکال‌های سوپراکسید می‌کند که این رادیکال‌های آزاد تشکیل رنگ قرمز فورماران را می‌دهند و بنابراین میزان فعالیت این آنزیم از طریق مهار این واکنش و جلوگیری از تشکیل رنگ اندازه‌گیری شد که این مهار با استفاده از دستگاه میکروپلیت ریدر و در طول موج 505 نانومتر قرائت شد.

اندازه‌گیری ترکیبات لاشه: میزان رطوبت به وسیله خشک‌کردن نمونه‌ها در آون در دمای 105 درجه‌ سانتی‌گراد به مدت 24 ساعت تا رسیدن به وزن ثابت تعیین شد. خاکستر به وسیله سوزاندن نمونه‌ها در کوره در دمای 550 درجه‌ سانتی‌گراد به مدت 12 ساعت محاسبه گردید. میزان پروتئین خام با ضریب محتوای نیتروژن نمونه‌ها در ضریب 25/6 و به روش کجدال اندازه‌گیری شد. میزان چربی خام به روش سوکسله (تقطیر حلال با اتر نفتی، نقطه جوش 60-40 درجه سانتی‌گراد و به مدت 12-10 ساعت) اندازه‌گیری شد (33).

تجزیه و تحلیل داده‌ها: از نرم‌افزار SPSS19 استفاده شد. جهت بررسی اختلاف معنی‌دار بین تیمارها از آنالیز واریانس یک طرفه و بررسی معنی‌دار بودن تفاوت میانگین‌ها از آزمون تکمیلی دانکن و در سطح معنی‌داری 05/0 درصد استفاده شد.

نتایج

طبق نتایج جدول 3، فعالیت آنزیم‌های سوپراکسید دیسموتاز، گلوتاتیون، گلوتاتیون پراکسیداز و کاتالاز در تیمار 3 به شکل معنی‌داری بیشتر از تیمارهای 1، 2 و 4 بود (05/0P<). همچنین فعالیت آنزیم مالون‌دی‌آلدئید در تیمار 3 در مقایسه با سایر گروه‌ها به شکل معنی‌داری پایین‌تر بود (05/0P<). مقادیر آنزیم‌های کبدی در سرم ماهی نیل تیلاپیا در گروه‌های مختلف در تصویر 1، مقایسه شده است. آنزیم آلکالین‌فسفاتاز بین 4 تیمار اختلاف معنی‌دار داشت و بالاترین مقدار (UL-1 15/162±4) در گروه شاهد و کمترین میزان (UL-1 92/140±2) در تیمار 3 بود (05/0P<). میزان دو آنزیم آسپارتات ترانس‌آمیناز و آلانین‌ترانس‌آمیناز بین تیمار 3 و 4 اختلاف معنی­دار نداشت (05/0<P).

با توجه به نتایج جدول 4، میزان کراتین و اوریک‌اسید، در گروه‌های پروبیوتیک (گروه 2 و 3) و آلژینات همراه با کیتوزان (گروه 4) اختلاف معنی‌داری نداشت (05/0P>). کراتین در هر سه گروه در مقایسه با شاهد پایین‌تر بود (05/0>P) اما مقادیر اوریک‌اسید بین تیمار 1 و 4 اختلاف معنی‌داری نداشت (05/0<P). شاخص گلوگز بالاترین مقدار خود را با میزان 93/2±181 میلی‌گرم بر دسی‌لیتر در تیمار 1 و کمترین مقدار خود را با اختلاف معنی‌دار در مقایسه با سایر گروه‌ها در تیمار 3 و  4 داشت (05/0P<). کراتین بین دو تیمار 1 (05/0±41/0 نانوگرم بر میلی‌لیتر) و 2 (03/0±30/0 نانوگرم بر میلی‌لیتر) و نیز بین دو تیمار 3 (02/0±27/0 نانوگرم بر میلی‌لیتر) و 4 (03/0±31/0 نانوگرم بر میلی‌لیتر) اختلاف معنی‌داری نداشت (05/0<P). کلسترول بین 4 تیمار اختلاف معنی‌دار داشت (05/0P<) و تیمار1 با مقدار 23/10±201 میلی‌مول بر لیتر بالاترین میزان و تیمار 3 با میزان 90/6±141 میلی‌مول بر لیتر کمترین مقدار این پارامتر را داشت. کمترین میزان شاخص‌ تری‌گلیسرید و بیشترین میزان سدیم، کلسیم و کلراید در تیمار 3 اندازه‌گیری شد (05/0P<). منگنز در تیمار 1 در مقایسه با سایر گروه‌ها کمترین مقدار را داشت (05/0P<) و مقدار آن بین سایر گروه‌ها اختلاف معنی‌داری نداشت (05/0<P). ترکیب لاشه ماهی تیلاپیا نیل در گروه‌های مختلف در جدول 5، مقایسه شده است. پروتئین با مقدار 55 درصد وزن خشک بالاترین میزان را در تیمار 3 و بدون اختلاف معنی‌دار با تیمار 4 داشت (05/0<P). دو تیمار 1 (26/1 ±50 درصد وزن خشک) و 2 (92/0±52 درصد وزن خشک) بدون اختلاف معنی‌داری با یکدیگر کمترین میزان پروتئین را داشتند (05/0P<). بالاترین میزان لیپید لاشه در تیمار 2 و 3 بدون اختلاف معنی‌دار با شاهد اندازه‌گیری شد. دو گروه دیگر با شاهد اختلاف معنی‌دار نداشتند (05/0<P). خاکستر، در گروه شاهد بالاترین مقدار را بدون اختلاف معنی‌دار با تیمار 2 داشت و دو تیمار 3 (17/0±12 درصد وزن خشک) و 4 (09/0±12 درصد وزن خشک) بدون اختلاف معنی‌دار با یکدیگر کمترین میزان را داشتند (05/0P<). رطوبت بین گروه‌های مورد بررسی اختلاف معنی‌داری نداشت (05/0P<).

بحث

استرس اکسیداتیو باعث آسیب به ساختار پروتئین‌ها، لیپیدها (34) و نوکلئوتیدها (35) می‌شود. در مطالعه‌ حاضر تمام گروه‌های مورد بررسی در مقایسه با شاهد، سطح آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی بالاتری داشتند که نشان می‌دهد پروبیوتیک و آلژینات-کیتوزان وضعیت استرس اکسیداتیو را در ماهی بهبود می‌بخشند، اما عملکرد پروبیوتیک ریزپوشانی شده بالاتر از سایر گروه‌ها بود. در مطالعه‌ Zhang و همکاران در سال 2013 (36) پروبیوتیک به عنوان یک آنتی‌ژن برای آنتی‌اکسیدان‌ها عمل کرده و در نتیجه باعث افزایش ترشح آنتی‌اکسیدان‌ها و حذف رادیکال‌های آزاد اضافی می‌شوند که به نظر می‌رسد ریزپوشانی سطح عملکرد پروبیوتیک را افزایش داده است.

در واقع پروبیوتیک‌ها بعد از مصرف و ورود به سیستم گوارش، باید در برابر شرایط اسیدی معده، اسیدهای صفراوی، ترکیبات ضدمیکروبی و سایر شرایط حاد محافظت شوند (37) و این موضوع یکی از دلایل کاهش توانایی آنتی‌اکسیدانی پروبیوتیک‌های بدون محافظ در مقایسه با پروبیوتیک ریزپوشانی شده است. ریزپوشانی را می‌توان فرآیندی قلمداد کرد که در آن یک ترکیب مهم و حساس غذایی، به عنوان هسته توسط مواد دیواره، غشاء و کپسول محافظت شود (38) و این محافظت زمانی که بیش از یک ترکیب در یک پوشش باشد نظیر آلژینات و کیتوزان (ریزپوشانی توام)، باعث افزایش فعالیت زیستی تمام ترکیبات نسبت به حالت جز به جز می‌شود (39،40،41). با توجه به نتایج، در گروه پروبیوتیک، به دلیل تخریب باکتری توسط اسید معده و نیز حضور نمک‌های صفراوی در روده، قابلیت زیست باکتری کاهش یافته است (38) که این موضوع توجیه‌کننده عملکرد پایین‌تر این گروه در مقایسه با گروه پروبیوتیک ریزپوشانی شده و نیز گروه آلژینات-کیتوزان است. در مطالعه Hosseini و همکاران در سال 2018 (6)، مقایسه میزان زنده‌مانی پروبیوتیک لاکتوباسیلوس بولگاریکوس تحت تأثیر ریزپوشانی نانو آلژینات/کیتوزان در فیل ماهی نشان داد که بین باکتری‌های ریزپوشانی شده و آزاد، زنده‌مانی و تحمل شرایط شبیه‌سازی شده در باکتری‌های ریزپوشانی شده به مراتب بالاتر بوده است و ریزپوشانی توانست تأثیر چشمگیری در قابلیت زنده‌مانی باکتری در شرایط شبیه‌سازی شده شیره معده و روده داشته باشد. به عبارت دیگر ریزپوشانی باکتری به عنوان حایلی در برابر شرایط نامساعد محیطی عمل کرده و ماندگاری آن‌ها را افزایش می‌دهد.

Zou و همکاران در سال 2012 (42) ماندگاری بیفیدوباکتریوم بیفیدیوم در ریزپوشینه‌های آلژینات، ریزپوشینه‌های ترکیب شده با نشاسته، پکتین، کیتوزان و پلی‌- آل- لیزین را مورد مطالعه قرار دادند. ریزپوشینه‌های پوشیده شده با کیتوزان حمایت بهتری را برای باکتری‌ها نسبت به ریزپوشینه‌های دیگر در طول دوره نگهداری از خود نشان دادند که این موضوع احتمالاً ناشی از تراکم بالاتر غشاء تشکیل شده در ریزپوشینه‌های پوشیده شده با کیتوزان بوده است که با نتایج مطالعه‌ حاضر هم‌خوانی دارد. یکی از محصولات نهایی استرس‌های اکسیداتیو، آلدئیدهای فعالی مانند مالون‌دی‌آلدئید می‌باشد. این ماده به عنوان یک شناساگر مطمئن و قابل‌اعتماد برای ردیابی میزان تخریب لیپیدها در اثر استرس اکسیداتیو به کار گرفته می‌شود (43). همان‌طور که نتایج مطالعه حاضر نشان داد محتوای مالون‌دی‌آلدئید در ماهی‌های گروه شاهد و دریافت‌کننده پروبیوتیک به‌طور قابل‌ملاحظه‌ای در مقایسه با پروبیوتیک ریزپوشانی شده و آلژینات-کیتوزان بالاتر بود که با توجه به سطح بالاتر آنزیم‌های کاتالاز و سوپراکسیددیسموتاز به عنوان آنزیم‌های کلیدی سیستم دفاعی آنتی­اکسیدانی و گلوتاتیون به عنوان فراوان‌ترین آنتی‌اکسیدان غیرآنزیمی داخل سلولی که در پاکسازی رادیکال‌های آزاد نقش مهمی دارد (44)، نتیجه به‌دست آمده قابل توجیه است. همچنین سطح بالاتر آنزیم گلوتاتیون نشان‌دهنده کمتر بودن سطح استرس در سیستم دفاعی آنتی‌اکسیدانی ماهی است (45).

در خصوص گلوگز نتایج نشان داد که استفاده از پروبیوتیک ریزپوشانی شده با بهبود متابولیسم کربوهیدارت و عملکرد کبد (46) و افزایش سطح انسولین، کاهش گلوگز خون را به دنبال داشت. یافته‌های مطالعه‌ حاضر نشان داد که استفاده از پروبیوتیک‌ به شکل ریزپوشانی شده در مقایسه با مصرف پروبیوتیک به شکل معمول و نیز در مقایسه با آلژینات-کیتوزان، سطح کوفاکتورهای سدیم، کلسیم، منگنز و کلراید را به شکل معنی‌داری بهبود بخشید. پروبیوتیک‌ها عمق کریپت‌ در روده را افزایش داده و بافت پوششی روده را مستحکم‌تر می‌سازند که این موضوع جذب ریزمغذی‌ها را افزایش می‌دهد (47). همچنین پروبیوتیک‌ها تولید ویتامین‌های B12، B6 و K2 را افزایش داده و به جذب املاح معدنی مانند آهن و کلسیم کمک می‌کنند (48) که این موضوع توجیه‌کننده بهبود کارایی گروه پروبیوتیک در مقایسه با شاهد است. کلسترول به عنوان یک لیپید استروئیدی در غشاء سلولی همه‌ بافت‌های بدن و نیز در پلاسمای خون وجود دارد. این ماده در سلول‌های کبدی تولید می‌شود. یافته‌های مطالعه‌ حاضر نشان داد که پروبیوتیک‎ها چه به شکل معمول و چه به شکل ریزپوشانی شده و نیز گروه دریافت‌کننده آلژینات-کیتوزان موجب کاهش معنی‌دار کلسترول در مقایسه با شاهد شدند. در خصوص پروبیوتیک‌‎ها مطالعات نشان می‌دهد که تخمیر پروبیوتیک‌ها، متابولیت‌هایی مانند اسیدهای چرب زنجیره کوتاه در دستگاه گوارش ماهی تولید می‌کنند که از طریق خون به کبد منتقل شده و سنتز کلسترول را کاهش می‌دهند که با یافته‌های مطالعه‌ حاضر هم‌خوانی دارد. در خصوص تری‌گلیسرید نیز چنین عملکرد کاهشی مشاهده شده است که بالاتربودن تولید اسیدهای چرب زنجیره کوتاه (49) را در تیمار پروبیوتیک ریزپوشانی شده در مقایسه با گروه‌های دیگر داشت.

آنزیم‌های ALT، AST، ALP از آنزیم‌های مهم در تعیین وضعیت سلامت ماهیان به شمار می‌آیند (50). یافته‌ها نشان‌دهنده‌ برتری گروه پروبیوتیک ریزپوشانی شده و آلژینات سدیم-کیتوزان و در رتبه سوم گروه پروبیوتیک در مقایسه با شاهد بود. اندازه‌گیری فعالیت این سه آنزیم، شاخص مهمی برای بررسی اثرات سمی ترکیبات مورد استفاده بر کبد محسوب می‌شود و افزایش آن‌ها می‌تواند بیانگر تخریب غشاء سلولی باشد که موجب نشت این آنزیم‌ها از سیتوزول سلول‌های کبد به جریان خون می‌شود (51). لذا می‌توان عنوان نمود که استفاده از پروبیوتیک و نیز آلژینات- کیتوزان علاوه بر این‌که سمیتی در کبد تولید نمی‌کند، بلکه کارایی و عملکرد کبد را بهبود می‎بخشد.

Alizadeh Nozari وShapoori در سال 2017 (52) با افزودن باکتری انتروکوکوس فکالیس در جیره تاس‌ماهی ایرانی افزایش سطح AST را در مقایسه با شاهد گزارش کردند. Seyedi و همکاران در سال 2013 (53) در بررسی تأثیر افزودن پروبیوتیک‌های لاکتوباسیلوس کازئی و لاکتوباسیلوس پاراکازئی به موش، افزایش سطح ALT و AST را در مقایسه با شاهد گزارش نمودند که با نتایج مطالعه‌ حاضر هم‌خوانی دارد. Sharangi و همکاران در سال 2009 (54) گزارش کردند که استفاده از باکتری لاکتوباسیلوس پلانتاریوم در قزل‌آلای رنگین‌کمان موجب افزایش فعالیت ALP سرم شده و این افزایش با کاهش سطح گلوگز و چربی همبستگی دارد. از طرفی کاهش یا عدم افزایش سطح فعالیت آنزیم‌ها در پلاسمای ماهی‌ها ممکن است ناشی از تأثیر پروبیوتیک‌ها (55) و ترکیبات ریزپوشانی­کننده بر عملکرد فیزیولوژیکی غشای سلول‌ها در بافت‌های مختلف به ویژه بافت کبد باشد (56،57) که با توجه به پایین‌تربودن سطح لیپید در لاشه با نتایج مطالعه‌ حاضر هم‌خوانی دارد. افزایش فعالیت این آنزیم می‌تواند نشان‌دهنده‌ افزایش شکست ذخایر انرژی باشد که ممکن است به منظور افزایش رشد یا ارتقای ایمنی به‎کار رود (54،58).

نتیجه‌گیری نهایی: بررسی نتایج به دست آمده از مطالعه حاضر نشان‌دهنده‌ تأثیر مثبت ریزپوشانی پروبیوتیک در شاخص‌های مورد بررسی بود. به این ترتیب لاکتوباسیلوس پلانتاروم ریزپوشانی شده بهترین نتیجه را داشت. همچنین یافته‌ها نشان داد گروه آلژینات سدیم / کیتوزان در مقایسه با گروه لاکتوباسیلوس پلانتاروم عملکرد بهتری داشت. این نتایج حاکی از اثر مثبت ریزپوشانی بر روی بهبود عملکرد پروبیوتیک‌ها در بهبود مقاومت آنتی‌اکسیدانی در ماهی تیلاپیا داشت.

سپاسگزاری

نویسندگان مقاله تشکر و قدردانی خود را از معاونت محترم پژوهش و فناوری دانشگاه آزاد اسلامی واحد اهواز اعلام می‎دارند.

تعارض منافع

بین نویسندگان تعارض در منافع گزارش نشده است.

References

  1. Herrera M, Mancera JM, Costas B. The use of dietary additives in fish stress mitigation: comparative endocrine and physiological responses Front. Endocrinol. 2019; 10:  447-151. doi:3389/fendo.2019.00447 PMID: 31354625
  2. Dawood MA, Koshio S. Recent advances in the role of probiotics and prebiotics in carp aquaculture: a review. Aquac Int. 2016; 454: 243-251. doi: 1016/j.aquaculture.2015.12.033
  3. Naylor L, Hardy RW, Buschmann AH, Bush SR, Cao L, Klinger DH, Troell M. A 20-year retrospective review of global aquaculture. Nature. 2021; 591: 551-563. doi: 1038/s41586-021-03308-6 PMID: 29786478
  4. El-Kady AA, Magouz F, Mahmoud SA, Abdel-Rahim MM. The effects of some commercial probiotics as water additive on water quality, fish performance, blood biochemical parameters, expression of growth and immune-related genes, and histology of Nile tilapia (Oreochromis niloticus). 2022; 546. doi: 1016/j.aquaculture.2021.737249
  5. Santos L, Ramos F. Antimicrobial resistance in aquaculture: current knowledge and alternatives to tackle the problem. Int J Antimicrob Agents. 2018; 52(2): 135-143. doi: 1016/j.ijantimicag.2018.03.010 PMID: 29567094
  6. Hoseini SS, Alishahi M, Amini K, Abbaspour M, Ghorbanpour M, Mohammadian T. Comparison effect of Lactobasillus bulgaricus microencapsulated by nano alginate/ chitosan on growth performance and feed efficiency great sturgeon Juvenile. J Vet Res. 2018; 73: 181-190. doi: 22059/jvr.2018.209113.2485
  7. Pérez Sánchez T, Ruiz Zarzuela I, de Blas I, Balcázar JL. Probiotics in aquaculture: a current assessment. Rev Aquac. 2014; 6 (3): 133-146. doi: 1111/raq.12033
  8. Mohammadyan T, Bita S, Naseri Pouttaklo R. Effect of Lactobacillus plantarum encapsulated with alginate/chitosan on biochemical factors in the beluga (Huso huso). J Vet Res. 2019; 9: 103-93. doi: 22059/jvr.2018.233209.2627
  9. Bajelan B, Zakeri M, Mousavi SM, Yavari V, Rajab Zadeh E. Combinatory effects of dietary Inulin and Entrococcus faecium in Benni, Mesopotamichthys sharpeyi on some hematological parameters, serum biochemical and resistance to environmental stress. Iran Vet J. 2017; 14(2): 25-38. doi: 22055/ivj.2017.65672.1825
  10. Elsabagh M,   Mohamed R,  Moustafa EM,  Hamza A,  Farrag F, Decamp O, Eltholth M. Assessing the impact of Bacillusstrains mixture probiotic on water quality, growth performance, blood profile and intestinal morphology of Nile tilapia, Oreochromis niloticus. Aqua Nutri. 2018; 24: 1613-1622. doi: 1111/anu.12797
  11. Michael S, Abarike E, Cai J. A review on the probiotic effects on hematological parameters in fish. J Fish Com. 2019; 13(3): 25-31. doi: 36648/1307-234X.13.3.166
  12. Choi W, Moniruzzaman M, Bae J, Hamidoghli A, Lee S, Choi Y, Min T, Bai SC. Evaluation of dietary probiotic bacteria and processed yeast (GroPro-Aqua) as the alternative of antibiotics in juvenile olive flounder paralichthys olivaceus. Antibiotics. 2022; 11: 129. doi: 3390/antibiotics11020129 PMID: 35203732
  13. Iorizzo M, Albanese G, Letizia F, Testa B, Tremonte P, Vergalito F, Lombardi SJ, Succi M, Coppola R, Sorrentino E. Probiotic potentiality from versatile Lactiplantibacillus plantarum strains as resource to enhance freshwater fish health. Microorganism, 2022; 10. doi: 3390/microorganisms10020463
  14. Huiyi S, Yu W, Gao M, Liu X, Ma X. Microencapsulated probiotics using emulsification technique coupled with internal or external gelation process. Carbo Polym. 2009; 96(1): 181-189. doi: 1016/.carbpol.2013.03.068 PMID: 23688468
  15. Tooryan F, Azizkhani M. Effect of orange (Citrus aurantium) juice concentrate and chitosan coating enriched with fenugreek (Trigonella foenum-graecum) essential oil on the quality and shelf life of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) fillet during storage in a refrigerator. J Vet Res. 2020; 75(2): 173-184. doi: 22059/jvr.2018.259911.2809
  16. Rokka S, Rantamäki P. Protecting probiotic bacteria by microencapsulation: challenges for industrial applications. Europ Food Res Technol. 2010; 231(1): 1-12. doi: 1007/s00217-010-1246-2
  17. Aprilliza M. Characterization and properties of sodium alginate from brown algae used as an ecofriendly superabsorbent, IOP conference series: materials science and engineering. IOP Publishing. 2017. p. 012019.
  18. Aranaz I, Alcántara AR, Civera MC, Arias C, Elorza B, Heras Caballero A, Acosta N. Chitosan: An Overview of Its Properties and Applications. Polymers. 2021; 13, 3256-3276. doi: 3390/polym1319325
  19. Gao X, Gong J, Cai Y, Wang J, Wen J, Peng L, Ji H, Jiang S, Guo D. Chitosan modified squalene nanostructured lipid carriers as a promising adjuvant for freeze-dried ovalbumin vaccine. Int J Biol Macromol. 2021; 188: 855-862. doi: 1016/j.ijbiomac.2021.08.074 PMID: 34411614
  20. Shoaei F, Heshati A, Mahjub R, Garmakhany AD, Taheri M. The assessment of microencapsulated Lactobacillus plantarum survivability in rose petal jam and the changes in physicochemical, textural and sensorial characteristics of the product during storage. Sci Rep. 2022; 12: 6200-6213. doi: 1038/s41598-022-10224-w PMID: 35418196
  21. Nikoskelainen S, Ouwehand AC, Bylund G, Salminen S, Lilius EM. Immune enhancement in rainbow trout (Oncorhynchusmykiss) by potential bacteria (Lactobacillusrhamnosus). Fish Shellfish Immunol. 2003; 15: 443-452. doi: 1016/s1050-4648(03)00023-8 PMID: 14550670
  22. Mohammadian T, Alishahi M, Tabandeh MR, Ghorbanpoor M, Gharibi D, Tollabi M, Rohanizade S. Probiotic effects of Lactobacillus plantarum and delbrueckii ssp. bulguricus on some immune-related parameters in Barbus grypus, Aqua inter. 2016; 24(1): 225-242. doi: 10.1007/s10499-015-9921-8
  23. Jiang T, Kim YK, Singh B, Kang SK, Choi YJ, Cho CS. Effect of microencapsulation of Lactobacillus plantarum 25 into alginate/chitosan/alginate microcapsules on viability and cytokine induction. J Nano Sci Nanotechnol. 2013; 13(8): 5291-5295. doi: 1166/jnn.2013.7042 PMID: 23882756
  24. Planas M, Vazquez JA, Marques J, Peres-Lomba R, Gonzalez M, Murado M. Enhancement of rotifer (Brachionusplicatilis) growth by using terrestrial lactic acid bacteria. Aquaculture. 2004; 240: 313-329. doi: 1016/j.aquaculture.2004.07.016
  25. Vine NG, Leukes WD, Kaiser H. Probiotics in marine larviculture. FEMS Microbiol Rev. 2006; 30: 404-427. doi: 1111/j.1574-6976.2006.00017.x PMID: 16594964
  26. Houde ED, Schekter RC. Growth rates, rations and cohort consumption of marine fish larvae in relation to prey concentrations. Rapports Procès-verbaux des RéunionsConseil international pour l'Exploration de la Mer. 1981; 178: 441-453. doi: 1016/0272-7714(85)90119-2
  27. Rahmati-Holasoo H, Hadadi A, Ebrahimzadeh Mousavi H, Taheri Mirghaed A, Sadeghinezhad J. Effect of monoammonium phosphate on some blood factors, bone analysis and growth rate of ornamental koi fish (Cyprinus carpio Koi). J Vet Res. 2020; 75: 442-451. doi: 22059/JVR.2019.287435.2964
  28. Khadjeh GH, Peighan R. The investigation of some blood serum biochemical parameters of rainbow trout (Oncohynchus mykiss) culture in earthen pond. J Vet Res. 2007; 3: 197-203. (In Persian).
  29. Moss DW, Henderson AR. Clinical enzymology. In: Burtis CA, Ashwood ER. editors. 3rd Tietz’s Textbook of Clinical Chemistry. WB. Saunders Company. Philadelphia, USA. 1999. p. 617-721.
  30. Mann T, Keilin D. Mann T, Keilin D. Haemocuprein, Copperprotein compounds of blood and liver in mammals. Procee Royal Soci London. 1938; 126: 303-315. doi: 1098/rspb.1938.0058
  31. Ellman GL. Tissue sulfhydryl group. Archive Biochem Biophy. 1959; 82: 70-77. doi: 1016/0003-9861(59)90090-6 PMID: 13650640
  32. Peglia DE, Valentine WN. Studies on the quantitive and qualitive characterization of erythrocyte glutathione peroxidase. J Laborat Clinic Medic. 1976; 70: 158-169. PMID: 6066618
  33. O.A.C. Official Methods of Analysis. 15th ed. Association of Official Analytical Chemist, Washington DC. 1990.
  34. Zabidi A, Yusoff FM., Amin N, Yaminudin NJM, Puvanasundram, P, Karim MMA. Effects of Probiotics on Growth, Survival, Water Quality and Disease Resistance of Red Hybrid Tilapia (Oreochromis spp.) Fingerlings in a BioflocSystem. Animals. 2021; 11: 3514. doi: 3390/ani11123514 PMID: 34944289
  35. Weifen L, Xiaoping Z, Wenhui S, Bin D, Quan L, Luoqin F, Jiajia Z, Yue W, Dongyou Y. Effects of Bacillus preparations on immunity and antioxidant activities in grass carp (Ctenopharyngodon idella). Fish Physiol Biochem. 2012; 38: 1585-1592. doi: 1007/s10695-012-9652-y PMID: 22585415
  36. Zhang CN, Li XF, Xu WN, Jiang GZ, Lu KL, Wang LN, Liu WB. Combined effects of dietary fructooligosaccharide and Bacillus licheniformis on innate immunity, antioxidant capability and disease resistance of triangular bream (Megalobrama terminalis). Fish Shellfish Immunol. 2013; 35(5): 1380-1386. doi: 1016/j.fsi. 2013.07.047 PMID: 23932988
  37. Siuta-Cruce PJ, Goulet B. Improving probiotic survival rates. Food Technol. 2001; 55: 36-42.
  38. Halwanil M, Yebiol B, Suntres ZE, Alipour M, Azghani AO, Omril A. Coencapsulation of galllium with gentamicin in liposomes enhances antimicrobial activity of gentamicin against Pseudomonas aeruginosa. J Antimicrob Chemoth. 2008; 62: 1291-1297. doi: 1093/jac/dkn422 PMID: 18931388
  39. Ariful IM, Yun CH, Choi Y, Cho CS. Microencapsulation of live probiotic bacteria. Microbiol Biotechnol. 2010; 20(10): 1367-1377. doi: 4014/mb.1003.03020
  40. Mortazavian A, Razavi SH, Ehsani MR, Sohrabvandi S. Principles and methods of microencapsulation of probiotic microorganisms. Iran J Biotechnol. 2007; 5(1): 1-18. (In Persian)
  41. Lu ES, Zhen HL, Dan TL, Min X, Huai YC, Zhi LZ, Zhen X. Encapsulation of probiotic Lactobacillus bulgaricus in alginate-milk microspheres and evaluation of the survival in simulated gastrointestinal conditions. J Food Engin. 2013; 117: 99-104. doi: 1016/.foodeng.2013.02.012
  42. Zou Q, Liu X, Zhao D, Tian F, Zhang HP, Zhang H, Chen W. Microencapsulation of bifidobacterium bifidium F‐35 in Whey Protein‐Based Microcapsules by Transglutaminase Induced Gelation. J Food Sci. 2012; 77(5): M270-M2. doi: 1111/.1750-3841.2012.02673.x PMID: 23163944
  43. Bita S, Mesbah M, Ghorbanpour Najafabadi M. Study of antioxidant enzymes and lipid peroxidation changes in common carp exposed to silver nanoparticles synthesized using Sargassum seaweed. Veter Res Biol Produc. 2017; 119: 150-160. doi: 2018.109111.1255
  44. Limon-Pacheco J, Gonsebatt ME. The role of antioxidants and antioxidant-related enzymes in protective responses to environmentally induced oxidative stress. Mut Res. 2009; 674(2): 137-147. doi: 1016/j.mrgentox.2008.09.015 PMID: 18955158
  45. Oberdorster E. Manufactured nano materials (fullerenes, C60) induce oxidative stress in the brain of juvenile Largemouth Bass. Environ Health Perspec. 2004; 112: 1058-1062. doi: 1289/ehp.7021 PMID: 15238277
  46. Martinez C, Nagae M, Zaia C, Zaia D. Acute morphological and physiological effects of lead in the neotropical fish Prochilodus lineatus. Braz J Biol. 2004; 64(4): 797-807. doi: 1590/s1519-69842004000500009 PMID: 15744420
  47. Toutou MM, Soliman AAA, Farrag MMS, Abouelwafa AE. Effect of probiotic and symbiotic food supplementation on growth performance and healthy status of grass carp, Ctenopharyngodon Idella (Valenciennes, 1844). Int J Ecotoxicol Ecobiol. 2016; 1(3): 111-117. doi: 11648/j.ijee.20160103.18
  48. Ahire JJ, Mokashe NU, Chaudhari BL. Effect of dietary probiotic Lactobacillus helveticus on growth performance, antioxidant levels, and absorption of essential trace elements in goldfish (Carassius auratus). Probi Antimi Oteins. 2018; 11(2): 559-568.  doi:1007/s12602-018-9428-5 PMID: 29748780
  49. Bajelan B, Zakeri M, Mousavi SM, Yavari V, Rajab Zadeh E. Combinatory effects of dietary Inulin and Entrococcus faecium in Benni, Mesopotamichthys sharpeyi on some hematological parameters, serum biochemical and resistance to environmental stress. Iran Vet J. 2017; 14(2): 25-38. doi:22055/ivj.2017.65672.1825 (In Persian)
  50. Akrami R, Ghelichi A, Ahmadifar E. Effect of dietary prebiotic inulin on hematological and biochemical parameters of cultured juvenile beluga (Huso huso). J Vet Res. 2011; 66(2): 131-136. doi: 1111/j.1749-7345.2009.00297.x PMID: 22726
  51. Al-Ngada RS, Abdelwahab AM, El-Bahr SM. Effect of Dietary Supplementation of Green Tea (Camellia Sinensis) on Growth, Body Composition and Serum Biochemistry of the Asian Seabass, Lates calcarifer J Aqua Res Develop. 2017; 8(11): 518-522. doi: 10.4172/2155-9546.1000518
  52. Alizadeh Nozari M, Shapoori M. Effects of dietary alphamion probiotic on growth, hematological indices and proximate composition of Huso huso. Iran Sci Fish. 2016; 4: 151-159. (In Persian). doi: 22092/ISFJ.2017.113935
  53. Seyedi B, Heidary R, Tukmechi A. Dietary effect of casei and L. paracasei as probiotic bacteria with Raftilose as peribiotic on the growth and liver enzymes in rat. Razi J Med Sci. 2013; 20(107): 1-9.
  54. Sharangi AB. Medicinal and therapeutic potentialities of tea (Camellia sinensis) – A review. Food Res Inter. 2009; 42: 529-535. doi: 1016/j.foodres.2009.01.007
  55. Kalantarian SH, Mirzargar SS, Rahmati-Holasoo H, Sadeghinezhad J. Effects of oral administration of acidifier and probiotic on growth performance, digestive enzymes activities and intestinal histomorphology in Salmo trutta caspius (Kessler, 1877). J Vet Res. 2020; 19: 1532-1555. (In Persian)
  56. AnvariFar H, Keramat A, Ouraji H, Paknejad H. Influence of dietary nucleotides on growth performance, HSP70 expression, and stress resistance in kutum (Rutilus kutum) Fry. J Vet Res. 2022; 77(1): 37-45. doi: 22059/jvr.2019.245746.2724 (In Persian)
  57. Mohammadian T, Jangaran Nejad A, Badiei E, Momeni H, Tabandeh M, Mousavi Khorasani S. Effect of autochthonous probiotics, isolated from fish intestine on biochemical parameters and hepatic enzymes in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). J Vet Res. 2021; 76(1): 22-30. doi: 22059/JVR.2020.296608.3018 (In Persian)
  58. Hoseinpour M, Meshkini S, Hosein Najdegerami E. Comparison of the effect of L-carnitine and betaine on fish and corn oils in diet, and their effect on fatty acid profile and blood indices of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). J Vet Res. 2020; 75(3): 288-299. doi: 22059/jvr.2019.279041.2922 (In Persian)

 

Journal of Veterinary Research
Volume 77, Issue 3
September 2022
Pages 155-165

Files

Share

How to cite

Statistics