Evaluation of Genetic Diversity in Ross 308 Broiler Chicken using LEI0258 Microsatellite Marker

Document Type : Microbiology and Immunology

Authors

1 Graduated from the Faculty of Veterinary Medicine, University of Tehran, Tehran, Iran

2 Department of Microbiology and Immunology, Faculty of Veterinary Medicine, University of Tehran, Tehran, Iran

3 Department of Pathobiology, Faculty of Veterinary Medicine, Shiraz University, Shiraz, Iran

Abstract

BACKGROUND: Major histocompatibility complex (MHC) encodes for highly variable molecules, most of which are responsible for foreign antigen recognition and activation of immune responses in the host. LEI0258 microsatellite, located in the poultry MHC region, is a suitable genetic marker for determining MHC haplotypes and genetic diversity in poultry.
OBJECTIVES: Considering the fact that there is no report on the frequency and types of MHC alleles and population genetic analysis in Ross 308 poultry in Iran, the present study aimed to investigate the diversity of MHC haplotypes of Ross 308 broilers by LEI0258 microsatellite.
METHODS: A total of 216 blood samples were collected from two productive herds of Ross 308 broilers. After extracting DNA of the blood samples and amplifying LEI0258 microsatellite alleles, genotyping of MHC haplotypes was performed using agarose gel electrophoresis and fragment analysis techniques.
RESULTS: A total of seven alleles and 21 genotypes were identified for LEI0258 microsatellite in these two groups. the highest and the lowest frequencies belonged respectively to allele 385 bp (42.86 %) and allele 300 bp (4.33 %). Heterozygous 207/385 was found to be the dominant genotype in both populations. According to the similarity matrix analysis, there was an 84.56 % similarity between the two groups.
CONCLUSIONS: The results obtained in this study revealed a high level of heterozygosity (85.71 % and 91.35 %) and deviation from Hardy–Weinberg equilibrium (P<0.0001) in these two Ross populations. Ross 308 broiler chickens had lower allelic diversity and higher genetic similarity compared to the native ones. These findings provided additional information on the use of MHC as a candidate gene marker in genetic improvement and resource conservation in broiler populations.

Keywords

Full Text

مقدمه

 

تمام مهره‌داران به جز ماهیان فاقد آرواره دارای ژن‌های Major histocompatibility complex (MHC) یا مجتمع عمده پذیرش بافتی هستند. این ناحیه ژنتیکی توسط Peter Gorer در سال 1936 که بر روی آنتی‌ژ‌ن‌های گروه‌های خونی موش کار می‌کرد شناسایی شد (1). جایگاه ژن‌های MHC در گونه‌های مختلف متفاوت است و در انسان درکروموزوم ٦، موش کروموزوم 17 و در ماکیان در میکروکروموزوم 16 قرار دارد. نامگذاری کلی پروتئین‌های MHC نیز در بین گونه‌های مختلف متفاوت است چنانچه در انسان Human leukocyte antigen (HLA)، در موش H-2 و در ماکیان مجتمع B نامیده می‌شود (2). MHC دارای 3 دسته جایگاه ژنتیکی است که با توجه به ماهیت و نقشی که ایفا می‌کنند به سه کلاس II ،I و III طبقه بندی می‌شوند. مهم‌ترین نقش ژن‌‌های MHC عرضه پادگن به سلول‌های حساس به پادگن است. اعمال دیگر نظیر شناسایی و آماده‌سازی پادگن نیز بر عهده محصولات ژنی MHC است. مولکول‌های MHC کلاس I و II به پپتیدهایی با منشأهای متفاوت متصل می‌شوند. مولکول‌های MHC کلاس I به پپتیدهای مشتق از پروتئین‌های سیتوزولی یا داخل سلولی (آنتی‌ژن‌های درونزاد) متصل می‌شوند و آنتی‌ژن را به سلول‌هایT  سیتوتوکسیک عرضه می‌کنند. مولکول‌های MHC کلاس II به پپتیدهای مشتق از پروتئین‌های خارج سلولی که توسط فاگوسیتوز یا اندوسیتوز به داخل سلول آورده شده‌اند (آنتی‌ژن‌های برونزاد) متصل می‌شوند و آنتی‌ژن را به سلول‌های T کمکی عرضه می‌کنند (1،3). برخلاف پستانداران که ژن‌های  MHC  در آن‌ها در یک منطقه ژنومی بزرگ قرار دارند و از اعضای مشابه چندین خانواده ژنی تشکیل شده‌اند، این منطقه در طیور کوچک‌تر و فشرده‌تر است. اندازه جایگاه  Bدر طیور 92 کیلو باز، شامل 19 ژن و در حدود یک بیستم MHC انسان است. جایگاه B شامل ژن‌های کلاس (B-F) I ، کلاس II (B-L) و کلاسIV ( (B-G است (2،4). این اندازه کوچک و سادگی MHC طیور و ارتباط قوی آلل‌های خاصی در لکوسB  با مقاومت و حساسیت به بسیاری از بیماری‌های عفونی مهم، پاسخ به واکسن و صفات تولیدی سبب افزایش توجهات به این جایگاه ژنی برای مطالعه روند تکامل در سطح مولکولی و درک عملکرد تغییرات MHC در پدیده‌های ایمنی و غیر ایمنی شده است (14-5).

پلی‌مورفیسم در ناحیه MHC طیور توسط روش‌های مختلفی شناسایی می‌شود. یکی از این روش‌ها استفاده از ریزماهواره LEI0258 است که توسط McConnell و همکاران در سال 1999 شناسایی شد (15). این ریزماهواره تترانوکلئوتیدی است و در جایگاه ژنی B ماکیان بین ژن‌های BF و BG واقع شده است (تصویر 1) (16). ریزماهواره LEI0258 اولین بار توسط Fulton و همکاران در سال 2006 برای تعیین هاپلوتیپ‌های طیور مورد استفاده قرار گرفت (17). ریزماهواره LEI0258 به دلیل داشتن آلل‌های زیاد و همچنین دامنه وسیع اندازه آلل‌های آن بسیار جالب توجه است و تفاوت چشمگیر اندازه آلل‌های این ریزماهواره به آسانی توسط یک الکتروفورز ساده قابل جداسازی و تشخیص است. همچنین این ریزماهواره در عدم تعادل پیوستگی با آلل‌های MHC است. عدم تعادل پیوستگی معرف یک ارتباط غیرتصادفی از آلل‌ها در دو یا چند جایگاه ژنتیکی پیوسته است. به عبارت ساده‌تر برخی از آلل‌ها بیشتر تمایل دارند که همراه یکدیگر در یک هاپلوتیپ حضور یابند. از آنجایی که در تمام دستگاه B این عدم تعادل پیوستگی وجود دارد، نشانگری که در این ناحیه یا یک مکان دیگر از کروموزوم 16 واقع شده باشد، بسیار مفید و کارآمد خواهد بود و امکان تحقیقات بیشتری در رابطه با MHC و کروموزوم 16 را فراهم خواهد ساخت (17). در نتیجه با توجه به این‎که در غالب موارد ارتباط مستقیمی بین یک آلل ریزماهواره LEI0258 و یک هاپلوتیپ خاص از MHC وجود دارد پس این ریزماهواره برای تایپینگ هاپلوتیپ‌های MHC در طیور مفید است (17). مناسب بودن این مارکر برای تجزیه و تحلیل تنوع ژنتیکی ناحیه MHC در جمعیت‌های مختلف طیور در سراسر جهان نشان داده شده است (23-16).

مطالعات نشان می‌دهند که علاوه بر نقش بسیار ارزشمند ریزماهواره LEI0258 در تعیین ژنوتیپ‌های MHC، تعدادی از آلل‌های این ریزماهواره با برخی پارامترهای مربوط به سلامتی از جمله پاسخ پادتن علیه واکسن نیوکاسل، انگل‌های دستگاه گوارش، وزن بدن و صفات تولیدی در ارتباط هستند (11،21،24-27). در نتیجه می‌توان از این ریزماهواره جهت حفظ و انتخاب این صفات ارزشمند در برنامه‌های اصلاح‌نژادی استفاده کرد. هدف از مطالعه حاضر شناسایی هاپلوتیپ‌ها و تنوع MHC با استفاده از نشانگر LEI0258 در دو جمعیت مختلف جوجه گوشتی راس 308 است.

مواد و روش‌کار

نمونه‌گیری و استخراج DNA: در مطالعه حاضر از تعداد 216 قطعه جوجه گوشتی سویه تجاری راس 308 استفاده شد. 112 جوجه از یک گله مولد و 104 جوجه از گله مولد دیگری تهیه شدند. 1 الی 5/1 میلی‌لیتر خون‌ از ورید بالی هر جوجه اخذ شد. نمونه‌های خون در تیوب‌های واجد ماده ضد انعقاد EDTA جمع‌آوری و تا زمان استخراج DNA در دمای 20- درجه سانتی‌گراد نگهداری شدند. استخراج DNA با استفاده از کیت تجاری iNtRON Biotechnology Genomic DNA Extraction kit  و طبق پروتکل کیت صورت گرفت.

سنجش کیفیت DNA استخراج شده: پس از استخراج DNA نمونه‌های خون، کیفیت نمونه‌ها توسط دستگاه اسپکتروفوتومتر  T70+UV/VISمورد بررسی قرار گرفت(PG Instruments, Lutterworth, United Kingdom) .

غلظت DNA و جذب نوری 280/260 نانومتر جهت بررسی خلوص DNA مورد اندازه‌گیری قرار گرفت. غلظت DNA در تمام نمونه‌ها بالای 50 نانوگرم در میکرولیتر و جذب نوری نزدیک به 9/1 بود.


افزوده‌سازی آلل‌های ریزماهواره LEI0258: واکنش PCR در حجم نهایی 25 میکرولیتر شامل 20 نانوگرم DNA ژنومی، 10 پیکومول از هر کدام از آغازگرهای LEI0258، 5/1 میلی مولار MgCl2 و یک واحد آنزیم تک پلیمراز (Fermentas، آلمان) انجام شد. چرخه‌های دمایی شامل یک مرحله واسرشتگی اولیه 95 درجه سانتی‌گراد به مدت 2 دقیقه، 30 چرخه سه مرحله‌ای، شامل مرحله واسرشته‌سازی 95 درجه سانتی‌گراد به مدت 30 ثانیه، مرحله اتصال 63 درجه سانتی‌گراد به مدت 30 ثانیه، مرحله بسط 72 درجه سانتی‌گراد به مدت 40 ثانیه و در انتها یک مرحله بسط انتهایی 72 درجه سانتی‌گراد به مدت 5 دقیقه بود. آغازگرهای مورد استفاده برای افزوده‌سازی طبق گزارش McConnell و همکاران در سال 1999 (به 

شماره دسترسی Z83781 بانک ژن) مورد استفاده قرار گرفتند (15). توالی آغازگرهای رفت و برگشت در جدول 1 نشان داده شده است.

الکتروفورز و آنالیز محصولاتPCR : 5 میکرولیتر از محصول PCR با 2 میکرولیتر از x6 لودینگ بافر مخلوط و روی ژل آگاروز 3 درصد با اختلاف پتانسیل 60 ولت و 25 میلی آمپر به مدت 3 ساعت الکتروفورز شد. اندازه باندهای ایجاد شده در نتایج الکتروفورز بر اساس DNA مارکر 50 جفت باز سنجیده ‌شد. رنگ آمیزی با DNA Safe Stain (شرکت سیناکلون) انجام گرفت و تصاویر ژل‌ها با دستگاه ژل داک EBOX مدل VX5 (Vilber  Lourmat, France) ثبت و اندازه هر کدام از محصولات PCR (آلل‌های ریزماهواره) توسط نرم افزار دستگاه بر اساس جفت باز تعیین گردید. تمام نمونه‌ها با هم مقایسه و نمونه‌های مشابه مشخص گردیدند.

آنالیز قطعه‌ای آلل‌های ریزماهواره LEI0258: از آنجایی که ممکن است تفاوت اندازه برخی از آلل‌های ریزماهواره در حدی باشد که این تفاوت با الکتروفورز بر روی ژل آگارز 3 درصد قابل تشخیص نباشد. لذا برای تأیید نتایج به‌دست آمده از الکتروفورز و برای تفکیک دقیق‌تر آلل‌ها از یکدیگر از روش آنالیز قطعه‌ای نیز استفاده شد. جهت آماده‌سازی نمونه‌ها ابتدا پرایمر رفت ریزماهواره LEI0258 با رنگ فلورسنت 6-FAM نشاندار شده (رنگ به قسمت' 5 پرایمر متصل شد) و سپس واکنش PCR با شرایط مشابه مرحله قبل تکرار شد. به منظور انجام آنالیز قطعه‌ای، 5/0 میکرولیتر از محصول PCR با 5/0 میکرولیتر از نشانگر وزنی (Gene Scan 500 LIZ Size standadrd)  GS500LIZ (Applied Biosystems) و 9 میکرولیتر فرمامید(HiDi Formamide)  ترکیب شده و 3 دقیقه در 95 درجه سانتی‌گراد قرار گرفتند. قطعات DNA تک رشته‌ای شده بلافاصله بر روی یخ انتقال داده شده و سپس با استفاده از دستگاه تعیین توالی ABI 3130 genetic analyzer تفکیک شدند (Applied Biosystems, Foster City, CA, USA). نتایج حاصل با استفاده از دو نرم افزار Peack scanner نسخه 0/1 و Gene marker نسخه 6/1 آنالیز شدند.

روش‌های تحلیل: تعداد آلل‌ها و ژنوتیپ‌های مشاهده شده، فراوانی آلل‌ها و ژنوتیپ‌ها، محتوای اطلاعات پلی‌مرفیسم (PIC)، میزان هتروزیگوسیتی و هوموزیگوسیتی مورد مشاهده و مورد انتظار برای هر ژن به‎طور جداگانه توسط نرم افزار POP GENE نسخه 32/1 مورد ارزیابی قرار گرفت. میزان تنوع ژنتیکی در جمعیت توسط دو پارامتر تعداد آلل (Na) و میزان هتروزیگوسیتی (He) در هر جایگاه، بر اساس فرمول ارائه شده توسط Nei و همکاران در سال 1973 تعیین شد. انحراف از تعادل هاردی-وینبرگ (HWE) در هر جایگاه با استفاده از آزمون دقیق فیشر بررسی شد.

نتایج

در بررسی پلی‌مورفیسم جایگاه MHC جوجه گوشتی راس 308 در گروه اول (112 نمونه) در مجموع 6 آلل و در گروه دوم (104 نمونه) در مجموع 7 آلل متنوع از ریزماهواره LEI0258 در محدوده 195 تا 448 جفت باز شناسایی شد (جدول 2). در گروه 1 بیشترین فراوانی متعلق به آلل 385 جفت باز (86/42 درصد) و آلل‌های 195 و 300 جفت باز کمترین فراوانی (14/7 درصد) را دارا بودند. با توجه به هم بارز بودن آلل‌های ریزماهواره از مجموع این 6 آلل در گروه 1 تعداد 13 ژنوتیپ (2 ژنوتیپ هوموزیگوت و 11 ژنوتیپ هتروزیگوت) مشاهده شد که ژنوتیپ 385/207 بیشترین فراوانی (1/26 درصد) و ژنوتیپ 362/362 کمترین فراوانی (89/0 درصد) را داشتند (جدول 3). در گروه 2 بیشترین فراوانی متعلق به آلل 207 جفت باز (21/32 درصد) و آلل‌های 263 و 300 جفت باز به ترتیب با 37/3 و 33/4 درصد کمترین فراوانی را دارا بودند. از مجموع این 7 آلل در این جمعیت تعداد 17 ژنوتیپ (2 ژنوتیپ هوموزیگوت و 15 ژنوتیپ هتروزیگوت) مشاهده شد که ژنوتیپ 385/207 بیشترین فراوانی (84/28 درصد) و ژنوتیپ‌های 263/195، 263/263 و 385/263  کمترین فراوانی (96/0 درصد) را داشتند (جدول 3). میزان هتروزیگوسیتی و هوموزیگوسیتی مورد انتظار و مشاهده شده در گروه‌های 1و 2 در جدول 4 آورده شده است.  به‌طور کلی نتایج حاصل از مطالعه حاضر سطح بالایی از هتروزیگوسیتی (گروه اول 17/85 درصد و گروه دوم آنچه از یک ریزماهواره معمول انتظار می‌رود  

35/91 درصد) و انحراف از تعادل هاردی-وینبرگ را در این دو جمعیت نشان داد (0001/0P<). تشابه ژنتیکی محاسبه شده بین دو جمعیت نیز 56/84 درصد بود. تصویر2 الکتروفورز آلل‌های مختلف ریزماهواره LEI0258 بر روی ژل آگارز 3 درصد را نشان می‌دهد.

به‌طور کلی نتایج حاصل از تکنیک‌های آگارز ژل الکتروفورز و آنالیز قطعه‌ای با یکدیگر همخوانی داشتند.

بحث

تاکنون از روش‌های مختلفی جهت مشخص کردن هاپلوتیپ‌های MHC در طیور استفاده شده است. روش سرولوژی برای اولین بار توسط Briles و همکاران در سال 1982 استفاده شد (28) ولی به علت مشکلاتی از جمله واکنش‌های پیچیده و احتمال خطای بالا، زمان‌بر بودن آزمایش و نبود آنتی‌سرم‌های مربوط به هاپلوتیپ‌های جدید، روش‌های مولکولی از جمله PCR-SSP و RFLP به مرور جایگزین این روش شدند؛ از مزایای روش‌های مولکولی، عدم نیاز به آنتی‌سرم‌های مخصوص است اما برای این روش‌ها نیز حضور پروب‌های خاص مربوط به ناحیه مورد مطالعه لازم و ضروری است و از سوی دیگر تنوع در سطح جمعیت مربوط به توالی‌های نوکلئوتیدی است که آنزیم‌های به کار رفته توانایی شناسایی و برش این توالی‌ها را داشته باشند. این تکنیک‌ها همیشه برای آزمایشگاه‌ها عملی نیستند و در تعداد زیاد نمونه کارایی لازم را نداشته و مقرون به صرفه نیز نیستند (17،20).

یکی از روش‌های تقریباً نوین در این زمینه استفاده از ریزماهواره LEI0258 است. این ریزماهواره تنوع بسیار بیشتری از را نشان می‌دهد و علت این تنوع بالا ممکن است مربوط به این باشد که این ریزماهواره در ناحیه‌ای که ژن‌های MHC قرار دارند واقع شده است و می‌تواند تحت تأثیر بهگزینی تنوع دهنده (Diversifying selection)  قرار گیرد. این نوع از انتخاب، تنوع را نه تنها در ژن‌های تحت تأثیر آن بلکه در نواحی مجاور هم ایجاد می‌کند (17،23).

سهولت استفاده، تنوع قابل تشخیص آلل‌های ریزماهواره LEI0258 و عدم تعادل پیوستگی‌اش با سایر آلل‌های MHC، امروزه این ریزماهواره را به مرکز توجهات جهت تایپینگ MHC طیور تبدیل کرده و تاکنون در بررسی تنوع MHC-B  در نژادهای بومی و تجاری کشورهای مختلف از جمله چین، هند، ایران، کره، آرژانتین، تانزانیا، کامرون و نیجریه استفاده شده است (39-16،22،23،37). در ایران تاکنون گزارشی مبنی بر تحلیل تنوع ریزماهواره LEI0258 برای سویه راس صورت نگرفته است. در مطالعه حاضر جهت شناسایی آلل‌های ریزماهواره LEI0258 از تکنیک آگارز ژل الکتروفورز و آنالیز قطعه‌ای استفاده شد. در مطالعات مشابهی در طیور بومی ایران، نیجریه و آرژانتین از آگارز ژل الکتروفورز و همچنین در مطالعات متعددی از روش آنالیز قطعه‌ای برای شناسایی آلل‌های ریزماهواره LEI0258 با موفقیت استفاده شده است (21،23،30،35).

Haunshi و همکاران در سال 2020 تنوع ژنتیکی MHC را در دو جمعیت طیور بومی هند (Ghagus و Nicobari) در مقایسه با نژاد White Leghorn (WLH) با استفاده از نشانگر LEI0258 مورد بررسی قرار دادند. در نژادهای Ghagus،  Nicobari و WLH به ترتیب 23، 14 و 10 آلل از این ریزماهواره شناسایی شد که از این میان، آلل‌های 195 و 385 جفت باز که به ترتیب در  Ghagusو WLH یافت شدند در مطالعه حاضر نیز شناسایی شدند (21).

Duan  و همکاران در سال 2019 توزیع آللی LEI0258 را در 9 جمعیت مختلف jungle fowl به‌دست آوردند. در مجموع کل آلل‌های شناسایی شده در این جمعیت‌ها‌، سه آلل 207، 263 و 448 جفت باز در مطالعه حاضر نیز شناسایی شدند (19).

مطالعه دیگری توسط Ncube و همکاران در سال 2014 بر روی چهار جمعیت طیور روستایی آفریقای جنوبی، زیمباوه و مالاوی انجام شد. در مجموع 22 آلل در محدوده 448-188 جفت باز مشاهده شد و به طور متوسط 12 آلل در هر جمعیت تشخیص داده شد. در دو جمعیت مورد مطالعه از آفریقای جنوبی، آلل 448 جفت باز با درصد فروانی کمتر از 5 درصد شناسایی شد (34). همچنین Touko و همکاران در سال 2015 نیز به بررسی تنوع ژنتیکی MHC-B طیور بومی کامرون از طریق تایپینگ مولکولی با نشانگرهای ریزماهواره LEI0258 و MCW0371 پرداختند، آلل 448 جفت باز برای ریزماهواره LEI0258 یافت شد (37). در مطالعه حاضر نیز آلل 448 جفت باز شناسایی شد.

Mwambene  و همکاران در سال 2019 مطالعه‌ای بر روی 10 اکوتیپ بومی تانزانیا انجام دادند. از مجموع 30 آلل شناسایی شده، آلل 300 جفت باز در تمام جمعیت‌ها و آلل 385 جفت باز در هشت جمعیت مشاهده شدند و در مطالعه حاضر نیز این آلل‌ها شناسایی شدند (22).

اگرچه تعداد آلل‌های مشاهده شده در مطالعه حاضر در محدوده تعداد آلل‌های گزارش شده در سایر جمعیت‌های تجاری است، اما کمتر از تعداد آلل‌هایی است که در جمعیت‌های طیور بومی کشورهای مختلف گزارش شده است. در مطالعه‌ای که توسط Nikbakht  و همکاران در سال 2013 بر روی سه جمعیت مرندی، خراسان و آرین از ایران انجام شد، 23 آلل در جمعیت مرندی، 15 آلل در جمعیت خراسان و 11 آلل در جمعیت گوشتی آرین تشخیص داده شد (23). همچنین در مجموع 42، 37 و 30 آلل از این ریزماهواره به ترتیب در طیور بومی کامرون، هند و تانزانیا گزارش شده است (21،22،37). تنوع ژنتیکی بالاتر طیور بومی در مقایسه با طیور تجاری می‌تواند به این دلیل باشد که طیور بومی اغلب در شرایط آزاد نگهداری می‌شوند و تحت کنترل شدید برنامه‌های مدیریتی اصلاح نژاد نیستند. طیور بومی با پاتوژن‌های متعددی مواجه شده و شیوع بیماری‌ها در آن‌ها بیشتر است و در نتیجه افزایش تنوع به آن‌ها این امکان را می‌دهد که به پاتوژن‌های محیطی بیشتری پاسخ داده و بخت زنده‌مانی بیشتری داشته باشند. در حالی که طیور تجاری اغلب در شرایط بهداشتی و پرورشی دقیق به منظور بهبود صفات تولیدی قرار داشته و در این بهگزینی، مقاومت در برابر بیماری‌ها انتخاب دوم است. جمعیت‌های تجاری تنوع ژنتیکی بسیار کمی داشته و آلل‌های محدودتری از ریزماهواره LEI0258 در مقایسه با طیور بومی را نشان می‌دهند (38). در این مطالعه در بررسی دو جمعیت طیور راس، در یک گروه آلل 263 جفت باز شناسایی نشد و در گروه دیگر نیز این آلل کمترین فراوانی را داشت که این امر می‌تواند نشانه‌ای از کاهش تنوع در این جمعیت به علت از بین رفتن این آلل نایاب باشد لذا ضروری است در مطالعات آتی این امر مورد توجه قرار گیرد.

نتیجه‌گیری نهایی: مطالعه حاضر با هدف ارزیابی تنوع آللی و ژنتیکی در دو جمعیت راس 308 با استفاده از نشانگر LEI0258 انجام شده است. از ریزماهواره LEI0258 می‌توان به عنوان یک نشانگر DNA در مطالعات ایمنی‌شناسی، ژنتیکی و همچنین به عنوان یک روش مناسب برای تایپینگ  MHCدر طیور استفاده کرد. استفاده از این نشانگر برای طیور می‌تواند اطلاعات ارزشمندی در رابطه با تنوع و فراوانی آلل‌های موجود در ذخایر ژنتیکی کشور به دست دهد و امکان مقایسه آن با سایر جمعیت‌های جهان را برای ما فراهم سازد. جمعیت‌های راس 308 در مقایسه با جمعیت­های بومی ایران از تنوع آللی کم و تشابه ژنتیکی بالایی برخوردارند. تنوع کم در آلل‌ها نشان‌دهنده اصلاح نژاد و انتخاب پرنده به منظور تولید گوشت است که ممکن است به حساسیت به بیماری‌ها منجر شود. از سوی دیگر تشابه فراوانی آللی بین دو جمعیت حاکی از اجداد مشابه است که می‌تواند به دلیل انحصار تولید سویه راس رخ دهد. یافته‌های مطالعه حاضر اطلاعات بیشتری جهت معرفی آلل‌های سویه راس و استفاده از MHC  به عنوان یک نشانگر ژنی برای حفظ منابع و بهبود ژنتیکی در جمعیت جوجه‌های گوشتی فراهم می‌کند.

سپاسگزاری

 نویسندگان از معاونت پژوهشی دانشگاه تهران و دانشکده دامپزشکی جهت تأمین اعتبار این مطالعه در راستای طرح پژوهشی مصوب به شماره ۷۵۰۲۰۱۵/۶/39 قدردانی می‌کنند.

تعارض منافع

بین نویسندگان تعارض در منافع گزارش نشده است.

References

  1. Abbas AK, Lichtman AH, Pillai S. Major Histocompatibility Complex Molecules and Antigen Presentation to T Lymphocytes. In: Gruliow R, Stingelin L. editors. editors. 7th Cellular and molecular immunology. Saunders Company. Philadelphia, USA. 2011. p. 109-138.
  2. Davison F. The Avian MHC. In: Schat KA, Kaspers B, Kaiser P. editors. 2nd Avian Immunology. Academic Press. Cambridge, MA, USA. 2008. p.149-167.
  3. Delves PJ, Martin SJ, Burton DR, Roitt IM. Membrane receptors for antigen. In: Delves PJ, Martin SJ, Burton DR, Roitt IM. editors editors. 13th Roitt's essential immunology. John Wiley & Sons, Ltd. Chichester, UK, 2017. p. 119-128.
  4. Afrache H, Tregaskes CA, Kaufman JA. Potential nomenclature for the immuno polymorphism database (IPD) of chicken MHC genes: progress and problems. Immunogenetics. 2020; 72(1): 9-24. doi: 1007/s00251-019-01145-6 PMID: 31741010
  5. Kaufman J. Generalists and specialists: a new view of how MHC class I molecules fight infectious pathogens. Trends Immunol. 2018; 39(5): 367-79. doi: 1016/j.it.2018.01.001 PMID: 29396014
  6. Miller MM, Taylor Jr RL. Brief review of the chicken major histocompatibility complex: the genes, their distribution on chromosome 16, and their contributions to disease resistance. Poult Sci. 2016; 95(2): 375-92. doi: 3382/ps/pev379 PMID: 26740135
  7. Mpenda F, Schilling M, Campbell Z, Mngumi E, Buza J. The genetic diversity of local African chickens: A potential for selection of chickens resistant to viral infections. J Appl Poul Res. 2019; 28(1): 1-12. doi: 3382/japr/pfy063
  8. Mpenda FN, Tiambo CK, Juma J, Pelle R, Lyantagaye SL, Buza J. Association of LEI0258 marker alleles and susceptibility to virulent Newcastle disease virus infection in Kuroiler, Sasso, and local Tanzanian chicken embryos. J Pathog. 2020; 2020. doi: 1155/2020/5187578 PMID: 32328309
  9. Nassar FS. Genetic diversity of the major histocompatibility complex by using LEI0258 microsatellite marker associated with productive performance and viral diseases in broiler breeders. Egypt Poult Sci J. 2021; 41(2): 279-97. doi: 21608/EPSJ.2021.182505
  10. Nikbakht G, Esmailnejad A. Chicken major histocompatibility complex polymorphism and its association with production traits. Immunogenetics. 2015; 67(4): 247-52. doi: 1007/s00251-015-0832-7 PMID: 25737311
  11. Nikbakhat G, Esmailnejad A, Khazeni ON. Study of the association of major histocompatibility complex with antibody response to vaccines in Khorasan native chickens. J Vet Res. 2015; 70(2): 163-170. doi: 22059/jvr.2015.53733
  12. Psifidi A, Banos G, Matika O, Desta TT, Bettridge J, Hume DA, Dessie T, Christley R, Wigley P, Hanotte O, Kaiser P. Genome-wide association studies of immune, disease and production traits in indigenous chicken ecotypes. Genet Sel Evol. 2016; 48(1): 1-16. doi: 1186/s12711-016-0252-7 PMID: 27687164
  13. Psifidi A, Fife M, Howell J, Matika O, Van DP, Kuo R, Smith J, Hocking PM, Salmon N, Jones MA, Hume DA, Banos G, Stevens MP, Kaiser P. The genomic architecture of resistance to Campylobacter jejuni intestinal colonisation in chickens. BMC genomics. 2016; 17(1): 1-18. doi: 1186/s12864-016-2612-7 PMID: 27090510
  14. Silva AP, Gallardo RA. The chicken MHC: Insights into genetic resistance, immunity, and inflammation following infectious bronchitis virus infections. Vaccines. 2020; 8(4): 637. doi: 3390/vaccines8040637 PMID: 33147703
  15. McConnell S, Dawson D, Wardle A, Burke T. The isolation and mapping of 19 tetranucleotide microsatellite markers in the chicken. Anim Genet. 1999; 30(3): 183-9. doi: 1046/j.1365-2052.1999.00454.x PMID: 10442979
  16. Izadi F, Ritland C, Cheng K. Genetic diversity of the major histocompatibility complex region in commercial and noncommercial chicken flocks using the LEI0258 microsatellite marker. Poult sci. 2011; 90(12): 2711-7. doi: 3382/ps.2011-01721 PMID: 22080008
  17. Fulton JE, Juul-Madsen HR, Ashwell CM, McCarron AM, Arthur JA, O’Sullivan NP, Taylor Jr RL. Molecular genotype identification of the Gallus gallus major histocompatibility complex. Immunogenetics. 2006; 58(5): 407-21. doi: 1007/s00251-006-0119-0 PMID: 16738938
  18. Chang CS, Chen C, Berthouly‐Salazar C, Chazara O, Lee Y, Chang C, Chang KH, Bed'Hom B, Tixier-Boichard MA. global analysis of molecular markers and phenotypic traits in local chicken breeds in Taiwan. Anim Genet. 2012; 43(2): 172-82. doi: 1111/j.1365-2052.2011.02226.x PMID: 22404353
  19. Duan X, Yang B, Na R, Han Y, Zeng Y. Genetic diversity pattern of the MHC-LEI0258 Locus across asian populations of chickens. Russ J Genet. 2020; 56(6): 725-33. doi: 1134/s1022795420060058
  20. Emara M, Kim H, Zhu J, Lapierre R, Lakshmanan N, Lillehojt H. Genetic diversity at the major histocompatibility complex (B) and microsatellite loci in three commercial broiler pure lines. Poult sci. 2002; 81(11): 1609-17. doi: 1093/ps/81.11.1609 PMID: 12455584
  21. Haunshi S, Devara D, Ramasamy K, Ullengala R, Chatterjee RN. Genetic diversity at major histocompatibility complex and its effect on production and immune traits in indigenous chicken breeds of India. Arch Anim Breed. 2020; 63(1): 173-82. doi: 5194/aab-63-173-2020 PMID: 32760784
  22. Mwambene PL, Kyallo M, Machuka E, Githae D, Pelle R. Genetic diversity of 10 indigenous chicken ecotypes from Southern Highlands of tanzania based on major histocompatibility complex-linked microsatellite LEI0258 marker typing. Poult sci. 2019; 98(7): 2734-46. doi: 3382/ps/pez076 PMID: 30877744
  23. Nikbakht G, Esmailnejad A, Barjesteh N. LEI0258 microsatellite variability in Khorasan, Marandi, and Arian chickens. Biochem Genet. 2013; 51(5): 341-9. doi: 1007/s10528-013-9567-z PMID: 23340766
  24. Lwelamira J, Kifaro G, Gwakisa P, Msoffe P. Association of LEI0258 microsatellite alleles with antibody response against Newcastle disease virus vaccine and body weight in two Tanzania chicken ecotypes. Afr J Biotechnol. 2008; 7(6). doi: 4314/AJB.V7I6.58502
  25. Owen JP, Delany ME, Cardona CJ, Bickford AA, Mullens BA. Host inflammatory response governs fitness in an avian ectoparasite, the northern fowl mite (Ornithonyssus sylviarum). Int J Parasitol. 2009; 39(7): 789-99. doi: 1016/j.ijpara.2008.12.008 PMID: 19367920
  26. Schou TW, Labouriau R, Permin A, Christensen JP, Sørensen P, Cu H, Nguyen VK, Juul-Madsen HR. MHC haplotype and susceptibility to experimental infections (Salmonella Enteritidis, Pasteurella multocida or Ascaridia galli) in a commercial and an indigenous chicken breed. Vet Immunol Immunopathol. 2010; 135(1-2): 52-63. doi: 1016/j.vetimm.2009.10.030
  27. Schou TW, Permin A, Juul-Madsen H, Sørensen P, Labouriau R, Nguyen T, Fink M, Pham SL. Gastrointestinal helminths in indigenous and exotic chickens in Vietnam: association of the intensity of infection with the Major Histocompatibility Complex. Parasitology. 2007; 134(4): 561. doi: 1017/S0031182006002046 PMID: 17166322
  28. Briles WE, Briles RW. Identification of haplotypes of the chicken major histocompatibility complex (B). Immunogenetics. 1982; 15(5): 449-59. doi: 1007/bf00345904 PMID: 7106863
  29. Han B, Lian L, Qu L, Zheng J, Yang N. Abundant polymorphisms at the microsatellite locus LEI0258 in indigenous chickens. Poult Sci. 2013; 92(12): 3113-9. doi: 3382/ps.2013-03416 PMID: 24235219
  30. Iglesias GM, Beker MP, Remolins JS, Canet ZE, Librera J, Cantaro H, Maizon DO, Fulton JE. MHC-B variation in maternal and paternal synthetic lines of the Argentinian Campero INTA chicken. Poult Sci. 2021: 101253. doi: 1016/j.psj.2021.101253 PMID: 34217141
  31. Iglesias GM, Canet ZE, Cantaro H, Miquel MC, Melo JE, Miller MM, Berres ME, Fulton JE. Mhc-B haplotypes in “Campero-Inta” chicken synthetic line. Poult Sci. 2019; 98(11): 5281-6. doi: 3382/ps/pez431 PMID: 31376352
  32. Kannaki T, Reddy M, Ravindra K, Chatterjee R. Genetic diversity analysis of the major histocompatibility complex (MHC) region in Indian native chicken breeds and pureline chickens using the LEI0258 microsatellite marker. Indian J Anim Res. 2017; 51(6): 998-1001. doi: 18805/ijar.v0iOF.6989
  33. Manjula P, Fulton JE, Seo D, Lee JH. Major histocompatibility complex B variability in Korean native chicken breeds. Poult Sci. 2020; 99(10): 4704-13. doi: 1016/j.psj.2020.05.049 PMID: 32988505
  34. Ncube K, Jooste P, Soma P, Dzomba E, Muchadeyi F. Polymorphism of the major histocompatibility complex and genetic structure of southern african village chicken populations. Int J Poult Sci. 2014; 13: 357-63. doi: 3923/ijps.2014.357.363
  35. Olufowobi OT, Ilori BM, Olowofeso O, Sogunle OM, Omotoso AO. Genetic variation of the major histocompatibilty complex-B haplotypes in Nigerian local chicken populations. Agricultura Tropica et Subtropica. 2020; 53(4): 175-81. doi: 2478/ats-2020-0017
  36. Sartore S, Sacchi P, Soglia D, Maione S, Schiavone A, De Marco M, Ceccobelli S, Lasagna E, Rasero R. Genetic variability of two Italian indigenous chicken breeds inferred from microsatellite marker analysis. Br Poult Sci. 2016; 57(4): 435-43. doi: 1080/00071668.2016.1187714 PMID: 27159279
  37. Touko BH, Keambou C, Han JM, Bembidé C, Skilton RA, Ogugo M, Manjeli Y, Osama S, Cho CY, Djikeng A. Molecular typing of the major histocompatibility complex B microsatellite haplotypes in Cameroon chicken. Anim Genet Res. 2015; 56: 47-54. doi: 1017/S2078633614000538
  38. Esmailnejad A, Nikbakhat G, Oskoui NK, Amini F. Allelic segregation of major histocompatibility complex using LEI0258 microsatellite marker in indigenous and commercial chickens. J Vet Res. 2015; 70(1). doi: 22059/jvr.2015.52978
Journal of Veterinary Research
Volume 77, Issue 3
September 2022
Pages 187-195

Files

Share

How to cite

Statistics