بررسی فعالیت ضدمیکروبی عصاره اتانولی نه گونه گیاه دارویی بومی رشته کوه زاگرس علیه سالمونلا تیفی‌موریوم

نوع مقاله : میکروبشناسی و ایمنی شناسی

نویسندگان

1 گروه علوم دامی، دانشکده کشاورزی دانشگاه زابل، زابل، ایران

2 پژوهشکده زیستفناوری کشاورزی، دانشگاه زابل، زابل، ایران

چکیده

زمینۀ مطالعه: باکتریهای بیماریزا از جمله میکروب سالمونلا به‌طور گستردهای موجب بروز بیماریهای عفونی در میزبانهای مختلف از جمله حیوانات اهلی و انسان میشوند.
هدف:هدف از این مطالعه بررسی اثرات ضدمیکروبی 9 گونه از گیاهان دارویی بومی زاگرس بر روی سالمونلا تیفی-موریوم جدا شده از مدفوع طیور در شرایط آزمایشگاهی بود.
روش‌کار: عصاره اتانولی گیاهان دارویی جوشیر، موسیر، سریش ایرانی، کنگر فرنگی، شنگ، تاج خروس، ترشک، پونه کوهی و اسپند با استفاده از دستگاه خلاء از مرکز (روتاری) استخراج شد. همچنین تعداد 12 سویه سالمونلا تیفی-موریوم نیز از مدفوع طیور منطقه سیستان جداسازی شد. حداقل غلظت بازدارندگی و حداقل غلظت کشندگی عصاره گیاهان در غلظت‌های مختلف با روش رقت‌سازی در چاهک بر روی باکتری‌ها تعیین شد. حساسیت سویه‌ها به آنتی‌بیوتیک‌های مختلف نیز با روش استاندارد دیسک دیفیوژن کربی- بائر مورد ارزیابی قرار گرفت.
نتایج:سویه‌های سالمونلا تیفیموریوم در مطالعه حاضر به ترتیب مقاوم به آنتی‌بیوتیک‌های پنی‌سیلین (100 درصد)، آمپی‌سیلین (100 درصد)، تتراسیکلین (6/16 درصد)، آمیکاسین (3/8 درصد) و اگزاسیلین (0/75 درصد) بودند. بررسی خواص ضدمیکروبی عصاره گیاهان مورد بررسی نشان داد که عصاره گیاهان تاج خروس، جوشیر و کنگر بیشترین اثر مهارکنندگی (MIC) و کشندگی (MBC) را در برابر سالمونلا تیفیموریوم داشتند.
نتیجه‌گیری نهایی: نتایج پژوهش حاصل نشان داد که با توجه به مقاومت سالمونلا تیفیموریوم جدا شده از طیور در مطالعه حاضر، درمان آنتی‌بیوتیکی بویژه با آنتی‌بیوتیک‌های پنی‌سیلین، آمپی‌سیلین و اگزاسیلین با مقاومت باکتریایی 75 تا 100 درصد اثر بخش نبود. لذا استفاده از عصاره اتانولی گیاهان دارویی بویژه جوشیر، تاج خروس و کنگر به عنوان یک درمان گیاهی جایگزین با آنتی‌بیوتیک‌های مرسوم پیشنهاد می‌شود.

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

Evaluation of Antimicrobial Activity of Ethanol Extract of Nine Zagros Native Medicinal Plants Against Salmonella Typhimurium

نویسندگان [English]

  • Ali Maghsoudi 1
  • Saeideh Saeidi 2
1 Department of Animal Sciences, Faculty of Agriculture, University of Zabol, Zabol, Iran
2 Master of Center of Agricultural Biotechnology, University of Zabol, Zabol, Iran
چکیده [English]

BACKGROUND: Infectious diseases widely occur through bacteria such as Salmonella spp. in different hosts such as domestic animals and human.
OBJECTIVES: The aim of this study was to isolate Salmonella Typhimurium bacteria from poultry feces and in vitro assessment of antimicrobial effects of 9 species of Zagros native medicinal plants.
METHODS: Ethanol extracts of jooshir, shallots, Iranian eremurus, artichokes, sheng, amaranth, sorrel, oregano and harmel were extracted through rotary vacuum system. Furthermore, 12 strains of Salmonella Typhimurium were isolated from poultry feces in Sistan region. Minimum inhibitory concentration (MIC) and minimum bactericidal concentration (MBC) of plant extracts were determined through micro dilution method. Sensitivity of different strains to antibiotics was tested through standard Kirby-Bauer diffusion disk methods.
RESULTS: Salmonella Typhimurium strains are resistant to Penicillin (100%), Ampicillin (100%), Tetracycline (16.6%), Amikacin (8.3%) and Oxacillin (75.0%). Results of the antimicrobial assay have shown that extracts of amaranth, jooshir and artichokes had the highest MIC against Salmonella Typhimurium.
CONCLUSIONS: Results of the current study showed that according to the antibiotic resistance of Salmonella Typhimurium isolated from poultry, antibiotic treatment, in particular with penicillin, ampicillin and oxacillin with the bacterium resistance of 75 to 100% would not be effective. In contrast, using plant ethanol extracts especially jooshir, amaranth and artichokes could be recommended as an alternative to conventional antibiotic treatments.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Antibacterial activities
  • medicinal plants
  • Ethanol extract
  • Salmonella ryphimurium
  • Poultry

مقدمه


باکتری‌ها به‌طور گسترده‌ای موجب بروز و شیوع بیماری‌های عفونی در میزبان‌های مختلف از جمله حیوانات اهلی و وحشی، انسان و حتی برخی گیاهان می‌شوند. اجرام بیماریزا از طریق بقایای حیوانات (لاشه و مدفوع) و مواد غذایی با منشاء دامی (foods of animal origin) در محیط در حال گسترش هستند (46). در پرندگان تجاری، برخی باکتری‌ها ممکن است در ظاهر موجب بروز علائم بیماری نشوند اما موجب افت عملکرد شده و از طریق گوشت و تخم‌مرغ به انسان منتقل می­شوند و برای مصرف‌کنندگان این‌گونه محصولات آلوده بیماریزا هستند (27). با فراگیر شدن پرورش پرندگان تجاری گوشتی و حساسیت این پرندگان، پرورش‌دهندگان برای سالیان متمادی اقدام به مصرف آنتی‌بیوتیک به‌صورت خوراکی برای مصارف درمانی و همچنین مصارف غیر درمانی (subtherapeutical) به‌عنوان محرک رشد نموده‌اند (35). این وضعیت به مرور موجب افزایش مقاومت پرندگان به درمان بیماری‌های عفونی آن‌ها با آنتی‌بیوتیک‌ها (antibiotic resistance) شده است (38). گزارشات اخیر نشان داده است که بخش قابل توجهی از آنتی‌بیوتیک‌ها بر روی باکتری‌های بیماریزا در فرد آلوده خاصیت درمانی ندارند (2).

کشور ایران به دلیل تنوع اقلیمی از نظر رویش گیاهان متنوع بسیار غنی است و اغلب گیاهان بومی ایران دارای خواص دارویی می‌باشند (31). بسیاری از عصاره‌های گیاهی و ترکیبات موجود در آن دارای اثرات شناخته شده آنتی‌اکسیدانی و ضدباکتریایی می‌باشند و از آن‌ها می‌توان به‌عنوان نگهدارنده­های غذایی یا جایگزین مناسبی برای آنتی­بیوتیک­ها استفاده نمود (26).

سالمونلا از جمله مهم‌ترین گونه­های باکتریایی بیماریزای مشترک بین انسان و طیور است (28) و در بین سویه­های مختلف آن سالمونلا تیفی­موریوم در اغلب محیط­های غذایی رشد کرده و قادر به تخمیر گلوکز و مانوز می­باشد. این باکتری گرم منفی، میله­ای شکل، فاقد کپسول و غیر اسید فست می­باشد. این میکرواورگانیسم همواره متداول­ترین واریته سرولوژیک جدا شده از مواد غذایی در سراسر جهان می­باشد (37). مطالعات متعدد نشان داده­اند که درجات متفاوتی از مقاومت سالمونلا تیفی­موریوم نسبت به آنتی­بیوتیک­های تجاری وجود دارد. بنابراین با توجه به مقاوم شدن برخی سویه­های باکتریایی به درمان­های آنتی­بیوتیکی بخصوص در طیور پرورشی و از طرفی وجود قابلیت­های بالقوه در گیاهان دارویی بومی ایران برای جایگزینی با برخی آنتی­بیوتیک­ها، لزوم یافتن شیوه­های درمانی جدید احساس می­شود. لذا هدف از این مطالعه نخست جداسازی سویه­های مختلف سالمونلا ­تیفی­موریوم از مدفوع طیور منطقه سیستان بود. سپس میزان مقاومت آنتی­بیوتیکی سالمونلا تیفی­موریوم جدا شده بررسی گردید و در نهایت اثرات ضدمیکروبی عصاره اتانولی نه گونه گیاهی بومی منطقه زاگرس بر روی باکتری­های جداسازی شده در شرایط آزمایشگاهی بررسی گردید.

مواد و روش ­کار

گیاهان دارویی بومی رشته کوه زاگرس: جنس و گونه گیاهان جوشیر، موسیر، سریش ایرانی، کنگر فرنگی، شنگ، تاج خروس، ترشک، پونه کوهی و اسپند پس از برداشت از منطقه زاگرس، استان چهارمحال و بختیاری، شناسایی شده و در سایه و در مجاورت هوا خشک گردید. شناسایی گیاهان و تعیین نام علمی آن‌ها به کمک متخصصین گیاه‌شناسی و گیاهان دارویی شاغل در دانشگاه زابل صورت گرفت. رده­بندی گیاهان دارویی مورد استفاده در این پژوهش در جدول 1 نشان داده شده است.

تهیه عصاره اتانولی: برای تهیه عصاره اتانولی، مقدار 10 گرم پودر خشک شده گیاه به همراه 100 میلی لیتر اتانول 96 درصد به مدت 24 ساعت در دمای اتاق توسط دستگاه شیکر (Pars Azma- ایران) با سرعت 130 دور در دقیقه مخلوط شده، سپس به وسیله کاغذ واتمن شماره 2 صاف گردید. جداسازی حلال از عصاره توسط دستگاه روتاری (Heidolph- آلمان) و با کمک پمپ خلاء (تقطیر در خلاء) انجام گرفت. عصاره به دست آمده وزن شده سپس در حلال DMSO حل شد (4). عصاره بدست آمده تا زمان استفاده در آزمایشات ضدمیکروبی در دمای 4 درجه سانتی­گراد در یخچال نگهداری شد.

جداسازی باکتری: نمونه­های تازه مدفوع طیور از شهرستان زابل جمع­آوری گردید. با توجه به شیوه سنتی پرورش طیور در این منطقه و عدم مصرف دارو و آنتی­بیوتیک برای مقاصد غیر درمانی انتظار می­رود باکتری­های بیماریزا حساسیت بالایی به درمان آنتی­بیوتیکی داشته باشند. نمونه­های مدفوع بلافاصله بعد از جمع­آوری به مدت 6 ساعت در دمای اتاق نگه­داری شدند. سپس نمونه­ها به‌منظور رشد باکتری­ها به محیط کشت­های انتخابی سالمونلا شیگلا آگار و سیمون سولفیت آگار انتقال یافته و به مدت 24 ساعت در دمای 37 درجه سانتی­گراد نگهداری شدند. در ادامه با کشت نمونه­های باکتریایی  رشدیافته در مرحله قبل در محیط­های کشت افتراقی TSI، MRVP، لیزین آیرون آگار، سیمون سیترات و اوره، و به کمک آزمون­های بیوشیمیایی مزبور، تعداد 12 سویه باکتری سالمونلا تیفی­موریوم جداسازی و تعیین هویت گردید (23). پس از جداسازی هر کدام از سویه­ها، طی چند مرحله کشت متوالی، سویه خالص بدست آمد.

تعیین حساسیت باکتری به آنتی­بیوتیک­های مرسوم: با استفاده از روش استاندارد دیسک دیفیوژِن کربی-بائر (10) حساسیت سویه­های باکتری نسبت به آنتی­بیوتیک­های آمپی­سیلین، پنی­سیلین، اگزاسیلین، آزیترومایسین، آموکسی‌سیلین، سفتازیدیم، جنتامایسین، تتراسایکلین و آمیکاسین (پادتن طب، ایران) مورد ارزیابی قرار گرفت. بدین منظور، در ابتدا از تمام سویه­های باکتری، غلظت 5/0 مک فارلند در محیط مایع آبگوشتی مولر هینتون تهیه و سپس بر روی محیط آگار مولر هینتون پخش و کشت داده شدند. دیسک­های آنتی­بیوتیکی در فاصله مناسب از یکدیگر قرار گرفتند و پلیت­ها به مدت 24 ساعت در دمای 37 درجه سانتی­گراد در انکوباتور قرار گرفته و هاله­های بازدارنده پیرامون دیسک­ها جهت ارزیابی و تعیین مقاومت و حساسیت 12 سویه باکتری سالمونلا تیفی­موریوم به آنتی­بیوتیک­های مورد نظر بررسی شد. چنانچه هاله­ای بوجود نیامده باشد، باکتری نسبت به آنتی­بیوتیک مقاومت کامل نشان داده است.

تعیین میزان حساسیت 12 سویه سالمونلا تیفی­موریوم نسبت به عصاره­های گیاهان: تعیین حساسیت سویه­های باکتری نسبت به عصاره گیاهان با استفاده از روش رقت­سازی در چاهک با استفاده از میکروپلیت 96 خانه انجام شد. برای این منظور ابتدا به هر چاهک میکروپلیت مقدار 100 میکرو لیتر از محیط مایع مغذی مولر هینتون (MHB) اضافه شد. سپس به چاهک اول 100 میکرو لیتر از محلول رقیق شده عصاره­های هر یک از گیاهان اضافه شده و پس از مخلوط کردن 100 میکرو لیتر از چاهک اول برداشته به چاهک دوم اضافه کرده و بدین ترتیب تا آخرین چاهک این فرآیند ادامه یافت. از آخرین چاهک مقدار 100 میکرو لیتر محیط کشت مخلوط شده با عصاره خارج گردید و مقدار 10 میکرو لیتر از سوسپانسیون میکروبی حاوی 108 واحد در میلی لیتر (معادل 5/0 مک فارلند) اضافه شد. پلت­ها به مدت 24 ساعت در انکوباتور 37 درجه سانتی­گراد) قرار گرفت. پس از 24 ساعت، اولین چاهکی که از رشد باکتری جلوگیری کرده بود به عنوان حداقل غلظت مهارکننده (MIC) در نظر گرفته شد. برای اطمینان از عدم رشد باکتری در چاهک­های شفاف (به مفهوم کشته­ شدن کامل باکتری)، مقدار 10 میکرو لیتر از محتوای هر یک از چاهک­های شفاف برداشته و به محیط مولر هینتون آگار منتقل گردید. چنانچه پس از 24 ساعت رشدی مشاهده نشده باشد، چاهک مربوطه (معادل رقت عصاره مورد استفاده از عصاره) به عنوان حداقل غلظت کشنده (MBC) مربوط به عصاره مورد بررسی در نظر گرفته شد (41). همچنین سویه استاندارد باکتری سالمونلا­ تیفی­موریوم از کلکسیون باکتری و قارچ سازمان پژوهش­های علمی و صنعتی ایران خریداری شد و خواص ضدباکتریایی گونه­های مختلف گیاهان دارویی مورد مطالعه در این پژوهش بر روی آن‌ها بررسی شد.

نتایج

در مطالعه حاضر در مرحله نخست، فعالیت ضدباکتریایی آنتی­بیوتیک­های آمپی­سیلین، پنی­سیلین، اگزاسیلین، آزیترومایسین، آموکسی­سیلین، سفتازیدیم، جنتامایسین، تتراسایکلین و آمیکاسین علیه سویه­های جداسازی شده سالمونلا تیفی­موریوم بدست آمده در شرایط آزمایشگاهی مورد ارزیابی قرار گرفت (جدول 2). نتایج حاصل از این مطالعه نشان داد که درصدهای مختلفی از سویه­های سالمونلا تیفی­موریوم مورد مطالعه نسبت به آنتی­بیوتیک­های پنی­سیلین (100)، آمپی­سیلین (100)، تتراسیکلین (6/16) و آمیکاسین (3/8) و اگزاسیلین (00/75) مقاوم (R) می­باشند (جدول 3). با وجود این سویه­های مختلف باکتری در مقابل تیمار آنتی­بیوتیکی با آزیترومایسین، آموکسی­سیلین، سفتازیدیم و جنتامایسین هیچ­گونه مقاومتی نداشتند. جنتامایسین موجب توقف کامل رشد باکتری شد (100 درصد = S)، و پس از آن بیشترین خاصیت کشندگی مربوط به آزیترومایسین بود (67/91 درصد = S). همچنین رشد بیش از نیمی از سویه­های سالمونلا تیفی­موریوم در مجاورت آمیکاسین به‌طور کامل متوقف شد (33/58 درصد) ولی مهار رشد برای تتراسایکلین کمتر بود به صورتی که رشد 66/41 درصد از سویه­های باکتری مورد مطالعه در تیمار با تتراسایکلین متوقف شد. در مورد تتراسایکلین و آمیکاسین به ترتیب در مورد 66/41 و 33/33 درصد از سویه­های مورد مطالعه تا حدی کاهش رشد نشان داده شد (جدول 3).

در بخش دوم مطالعه حاضر اثرات مهارکنندگی و کشندگی عصاره اتانولی نه گونه گیاه دارویی بدست آمده از رشته کوه زاگرس (استان چهارمحال و بختیاری) مورد بررسی قرار گرفت.نتایج حاصل از این مطالعه نشان داد که با وجود مقاومت کامل باکتری در تماس با پنی­سیلین و آمپی­سیلین و مقاومت نسبی در مجاورت با تتراسایکلین و آمیکاسین، تمام عصاره گیاهان دارویی مورد مطالعه دارای درجات مختلفی از مهارکنندگی و کشندگی علیه سویه­های بالینی و استاندارد باکتری سالمونلا تیفی­موریوم بودند.

به‌طور کلی در مطالعه حاضر نشان داده شد که رشد سویه استاندارد باکتری سالمونلا تیفی­موریوم در کمترین غلظت عصاره گیاهان دارویی در مقایسه با سویه­های بالینی مهار می­شود. گیاهان تاج خروس و کنگر حتی با کمترین غلظت نیز موجب کشته شدن و مهار سویه استاندارد باکتری شدند (به ترتیب 5/2 و 5 واحد در میلیون). در مورد سویه­های بالینی، کمترین غلظت مهارکنندگی به میزان 5/2 واحد در میلیون و مربوط به عصاره گیاهان تاج خروس و موسیر بود (بر روی سویه­های 11 برای موسیر و 9 و 10 برای تاج خروس)؛ که نشان از قدرت بالای ضدمیکروبی این عصاره­ها دارد. همچنین، بیشترین غلظت مهارکنندگی 20 واحد در میلیون مربوط به عصاره گیاهان ترشک و اسپند بود، و بیشترین غلظت کشندگی نیز مربوط به عصاره اتانولی اسپند و به میزان 40 واحد در میلیون بود (جداول 4،5).

در مطالعه حاضر با در نظر گرفتن تأثیر عصاره اتانولی گیاهان دارویی بر روی 12 سویه باکتری مورد بررسی مشاهده شد که عصاره گیاهان جوشیر، کنگر و تاج خروس در مقایسه با سایر عصاره­ها خواص باکتری­کشی قوی­تری داشته و در دزهای کمتری موجب توقف کامل رشد باکتری در شرایط آزمایشگاهی شده­اند. در مقابل برای کشتن باکتری، دزهای بالاتری از عصاره اتانولی ترشک و اسپند نسبت به سایر عصاره­ها مورد نیاز بود.

بحث

در مطالعه حاضر تمام 12 سویه باکتری مورد بررسی به‌طور کامل نسبت به پنی­سیلین مقاومت نشان دادند (100 درصد= R). پنی­سیلین از جمله پرمصرف­ترین آنتی­بیوتیک­هاست و به همین دلیل نسبت به سایر آنتی­بیوتیک­ها مقاومت باکتریایی بالایی ایجاد کرده است (14)، و علاوه بر انسان، مقاومت به درمان با پنی­سیلین در گاو شیری (8) و بوقلمون (45) نیز بررسی شده است. آمپی­سیلین نسبت به سایر آنتی­بیوتیک­ها اثرات ضد دارویی و تداخلی کمتری دارد و با توجه به تأثیر درمانی بر طیف گسترده­ای از بیماری­های عفونی و قیمت مناسب، یکی از پرمصرف­ترین آنتی­بیوتیک­ها بشمار می­رود که منجر به بروز مقاومت به این آنتی­بیوتیک در انسان (42) و دام (29) شده است. در مطالعه اخیر نیز نتایج بررسی­های مزبور مبنی بر مقاومت باکتری در مقابل درمان با آمپی­سیلین تأیید شد (100 درصد = R). تتراسایکلین به‌صورت خوراکی مصرف می­شود و برای درمان عفونت­های جلدی به‌صورت پماد نیز عرضه می­شود. به‌طورکلی، مصرف این آنتی­بیوتیک در انسان می­تواند عوارض متعددی از جمله تشدید آفتاب­سوختگی، خطرات برای جنین در مادران باردار و توقف رشد دندان در کودکان داشته باشد؛ لذا مصرف آن محدودتر از پنی­سیلین و آمپی­سیلین است. به همین ترتیب مصرف تتراسایکلین در دام نیز نسبت به پنی‌سیلین و آمپی­سیلین محدودتر است و در مطالعه حاضر نیز نشان داده شد که باکتری­های مورد مطالعه به نسبت کمتری در تیمار با تتراسایکلین مقاومت نشان می­دهند؛ که نشان­دهنده مقاومت آنتی­بیوتیکی کمتر سویه­های سالمونلا تیفی­موریوم مورد مطالعه در تیمار با تتراسایکلین است. آمیکاسین آنتی­بیوتیکی است که در انسان اغلب به‌صورت تزریق وریدی و عضلانی تجویز می­شود و یکی از آنتی­بیوتیک­های وسیع­الطیف است که برای درمان سل مقاوم به درمان (Multidrug-Resistant Tuberculosis) از آن استفاده می­شود. در مطالعه حاضر کمترین مقاومت باکتری در مقابل تیمار با آمیکاسین دیده شد (33/8 = R؛ جدول 3).

در یک مطالعه بر روی مرغان تجاری گوشتی در استان گیلان نشان داده شد که گونه­های مختلف باکتری Salmonella نسبت به آنتی­بیوتیک­های سفازولین، استرپتومایسین، کانامایسین، تتراسایکلین، نالیدیکسیک اسید، سولفونامید + تری­متوپریوم مقاوم بودند (6). در یک مطالعه بر روی 11 نمونه سالمونلا تیفی­موریوم جدا شده از نمونه­های بالینی در کشور هند، مقاومت نسبت به آنتی­بیوتیک­های کلرامفنیکل (256 میلی گرم در لیتر)، تری­متوپریم (64 میلی گرم در لیتر) و آموکسی­سیلین (128 میلی گرم در لیتر) گزارش شد و در بین نمونه­های باکتری مورد بررسی، چهار نمونه به‌طور کامل (100 درصد) نسبت به کلرامفنیکل و تری­متوپریم مقاومت نشان داده بودند (34). در بررسی آلودگی میکروبی لاشه سرد مرغ در فروشگاه­های کشور مالزی نمونه­­های مورد مطالعه درجات متفاوتی از آلودگی با سالمونلا تیفی­موریوم و سالمونلا انتریتیدیس را نشان دادند. تمامی سویه­های به‌دست آمده از این لاشه­ها نسبت به آنتی­بیوتیک­های اریترومایسین، پنی­سیلین و ونکومایسین به‌طور کامل (100 درصد) مقاومت داشته و نسبت به آنتی­بیوتیک­های آموکسی­سیلین/کلاوولانیک اسید، جنتامایسین، تتراسایکلین و تری­متوپریم مقاومت نسبی نشان دادند (38). نتایج مشابهی از درجات متفاوت مقاومت به آنتی­بیوتیک­ها در کشور بنگلادش دیده شده است (25). نتایج حاصل از مطالعات فوق نشان می­دهد که آلودگی­ به سالمونلا در کشورهای شرق آسیا وجود دارد که سلامت مردم را تهدید می­کند. نتایج مشابه در سایر قاره­ها و در کشورهای اروگوئه (22)، مصر (44) و ایالات متحده امریکا (39) نیز نشان از ناکارآمد شدن آنتی­بیوتیک­ها علیه عفونت­های باکتریایی از جمله سویه­های مختلف سالمونلا به عنوان یک مشکل جهانی دارد. یکی از مهم‌ترین دلایل این پدیده، یکسان بودن ساختمان و مکانیسم عمل آنتی­بیوتیک­هاست، در حالی که ژنوم باکتری­ها به‌طور دائم در حال تغییر و سازش با شرایط محیطی جدید است (36).

هرچند درجات مختلفی از مقاومت به آنتی­بیوتیک در مطالعه حاضر مشاهده شد، اما عصاره اتانولی گیاهان دارویی مورد بررسی در غلظت­های مختلف همگی دارای خاصیت باکتری­کشی و مهاری بودند که با سایر مطالعات مطابقت داشت (9). نشان داده شده است که گیاه دارویی جوشیر خواص ضدمیکروبی علیه باکتری، قارچ و ویروس دارد (13). البته با توجه به این‌که گیاه جوشیر در دسته گیاهان سمی قرار می­گیرد (9)، دوره درمان، میزان استفاده و روش استفاده از آن باید به دقت تجویز گردد. در مطالعه­ای اثرات ضد باکتریایی 4 نوع عصاره گیاه جوشیر (اتانولی، متانولی، آبی و n-hexane) علیه چندین باکتری گرم مثبت نظیر Bacillus cereus، Bacillus subtilis، Micrococcus luteusو Staphylococcus aureusبررسی شد و نشان داده شده که بیشترین خواص ضدباکتریایی مربوط به عصاره­های اتانولی و متانولی گیاه بود (13). به عبارت دیگر ترکیبات آنتی­باکتریال گیاه به کمک حلال اتانول و متانول با احتمال بیشتری استخراج می­گردد. نتایج مطالعه اخیر نشان داد که عصاره­های اتانولی و متانولی کنگر فرنگی اثر بازدارندگی بر روی رشد میکرواورگانیسم­های Staphylococcus aureus،Escherichia coli،Bacillus cereusوCandida albicansداشته است؛ همچنین عصاره­های اتانولی تهیه شده از اندام­های مختلف گیاه اثر مهاری بیشتری نسبت به عصاره­های متانولی نشان دادند (5). ویژگی­های دارویی قسمت­های هوایی کنگر فرنگی بیشتر در ارتباط با ترکیبات شیمیایی آن از جمله ترکیبات فنولیکی (43) و اینولین (21) است. خواص ضدمیکروبی دانه گیاه تاج خروس نیز بررسی شده و در آن پلی­پپتیدهایی با خواص ضدمیکروبی و ضد قارچی شناسایی شده است (19). در برخی مناطق این گیاه اصلاح شده و در مقیاس وسیع کشت می­گردد که برای تغذیه دام مورد استفاده قرار می­گیرد (1). با توجه به عملکرد بالای این گیاه در واحد سطح امکان تولید تجاری عصاره آن به منظور برای مقاصد درمانی وجود دارد. همچنین کشت این گیاه در مراتع نیز مرسوم است ولی برخی شواهد حاکی از اثرات سمی این گیاه بر روی حیوانات از جمله گاو­های شیری است (11،40). مصرف تاج خروس در حیوانات موجب ناراحتی­های کلیوی می­گردد (32). به نظر می­رسد علائم مسمومیت در گاوهایی که برای نخستین بار در مرتع از تاج خروس تازه تغذیه می­نمایند بیشتر باشد که ممکن است به دلیل عدم تطابق جمعیت میکروبی شکمبه با ترکیبات غیرمغذی تاج خروس و عدم توانایی حیوان در بی اثر کردن ترکیبات مزبور باشد (17). علی­رغم مشکلات یادشده، خواص ضد­باکتریایی تاج خروس قابل توجه است. نتایج مطالعه خواص ضدمیکروبی عصاره تاج خروس در برابر Staphylococcus aureus نشان داد که بیشترین MIC (حداقل غلظت بازدارندگی) برابر با 5/2 میلی­گرم در میلی­لیتر بوده است (30).

در ایران از سوزاندن دانه گیاه اسپند به تنهایی یا همراه گلپر برای ضدعفونی محیط استفاده می­شود (33). مصرف خوراکی اسپند به دلیل امکان بروز تداخلات دارویی حتماً باید تحت نظارت پزشک متخصص انجام گیرد. هرچند اثرات ضدمیکروبی عصاره اتانولی اسپند و ترشک در مطالعه حاضر در مقایسه با سایر گیاهان ضعیف­تر بود، اما در برخی مطالعات اثرات ضدمیکروبی گیاهان خانواده polygonaceae به خصوص گیاه ترشک بر ضد باکتری­های گرم مثبت و منفی تأیید شده است (18).

مطالعات متعدد موید اثرات ضدمیکروبی گیاهان خانواده نرگسیان از جمله موسیر (20)، سریش ایرانی (16)، شنگ (15) و پونه کوهی (12) می­باشد. در مطالعه حاضر نیز درجات متفاوتی از خواص ضدمیکروبی برای عصاره این گیاهان نشان داده شد. با وجود این معمولاً سریش ایرانی برای خاصیت چسبندگی و موسیر، شنگ و پونه برای مصارف خوراکی شناخته می­شوند. در یک مطالعه اثر عصاره آبی- الکلی موسیر بر رشد Leishmania مورد بررسی قرار گرفت و نتایج نشان داد که غلظت­های 01/0 تا 1/0 میلی­گرم در میلی­لیتر عصاره، رشد انگل را در روز سوم متوقف می­کند. همچنین  بالاترین غلظت (2/0 میلی­گرم در میلی­لیتر) رشد انگل را در روز اول متوقف می­نماید (3). هرچند مهم‌ترین خاصیت گیاه سریش ایرانی چسبندگی آن می­باشد، ولی فعالیت آنتی گلیکاسیون (واکنش قند و پروتئین) عصاره سریش ایرانی نیز مورد بررسی قرار گرفته است که ترکیب 7، 6، 5-تری متوکسی-کومارین از گیاه سریش ایرانی با خواص آنتی گلیکاسیون گزارش شده است (7).

گیاه شنگ در استان­های چهارمحال و بختیاری و لرستان به عنوان التیام­دهنده زخم برای جراحات ایجاد شده در دام­ها و احشام مانند گوسفند و بز مورد استفاده بوده است. در یک مطالعه نشان داده شد که حداقل غلظت مهارکننده عصاره شنگ در برابر باکتری­های Staphylococcus aureus، Staphylococcus epidermidis و Enterococcus faecalis برابر با 1900< میکرو ­گرم در میلی ­لیتر بوده است. از شنگ برای تهیه بسیاری از غذاهای محلی در نواحی کوهستانی البرز و زاگرس استفاده می­شود که نشان می­دهد علاوه بر اهمیت غذایی آن، نقش درمانی این گیاه نیز مورد توجه است. در بررسی اثرات ضدمیکروبی اسانس پونه نشان داده شد که حداقل غلظت ممانعت از رشد باکتری Staphylococcus aureus در محدوده 75 تا 1200 میکرو ­گرم در میلی ­لیتر بوده است (24).

نتیجه­گیری: با توجه به سازش­پذیری بسیار بالای ژنوم باکتری­ها نسبت به شرایط محیطی، آنتی­بیوتیک­ها به‌عنوان مهم‌ترین ابزار انسان برای مبارزه با بیماری­های عفونی روز به روز ناکارآمدتر می­گردند. لذا معرفی شیوه­های جدید درمانی یا روش­های مکمل از جمله استفاده از خواص مهار­کنندگی و کشندگی گیاهان دارویی علیه اجرام بیماریزا بیش از پیش ضرورت پیدا کرده است. مطالعه حاضر نشان داد که علی­رغم شیوه سنتی پرورش طیور در منطقه سیستان، سویه­های مختلف سالمونلا تیفی­موریوم درجات مختلفی از مقاومت به آنتی­بیوتیک­ها بویژه پنی­سیلین و آمپی­سیلین را نشان می­دهند. لذا درمان جایگزین یا مکمل به همراه عصاره­های الکلی گیاهان دارویی بویژه جوشیر، تاج خروس و کنگر می­تواند اثر بخش باشد. با وجود این آزمایش بر روی موجود زنده (in vivo) برای ارزیابی سمیت احتمالی عصاره­ها، بررسی خواص و اثرات جانبی آن­ها و به دست آوردن غلظت­های مناسب لازم است.

سپاسگزاری

نگارندگان این مقاله از خانم سیده راضیه موسوی برای تهیه نمونه­های گیاهی و پرسنل پژوهشکده زیست­فناوری کشاورزی دانشگاه زابل برای همکاری و مساعدت جهت اجرای آزمایشات قدردانی می­کنند. این پژوهش (شماره طرح: IRUOZ 95-19) با حمایت مالی و معنوی معاونت پژوهش و فناوری دانشگاه زابل انجام شده است.

تعارض منافع

بین نویسندگان تعارض در منافع گزارش نشده است.

  1. Abbasi, D., Rouzbehan, Y., Rezaei, J. (2012). Effect of harvest date and nitrogen fertilization rate on the nutritive value of amaranth forage (Amaranthus hypochondriacus). Anim Feed Sci Technol, 171(1), 6-13.
  2. Alonso, C.A., Zarazaga, M., Ben Sallem, R., Jouini, A., Ben Slama, K., Torres, C. (2017). Antibiotic resistance in Escherichia coli in husbandry animals: the African perspective. Lett Appl Microbiol, 64(5), 318-334. http://doi. org/10.1111/lam.12724
  3. Amanzadeh, Y., Izaddoost, M., Soltanpoor, A., Mahami, M., Taheri, M., Khalifeh Gholi kalani, M., Kalantari, N., Taran, M., Sadat Ebrahimi, S. (2006). Inhibit effect of Allium hirtifolium Boiss. (Persian shallot) Hydroalcoholic extract on the growth of Leishmania infantum in vitro. J Med Plants, 4(20), 48-52.
  4. Aminuddin, M., Partadiredja, G., Sari, D.C. (2015). The effects of black garlic (Allium sativum L.) ethanol extract on the estimated total number of Purkinje cells and motor coordination of male adolescent Wistar rats treated with monosodium glutamate. Anat Sci Int, 90(2), 75-81. http://doi. org/10.1007/s12565-014-0233-2
  5. Arbabian, S., Akhoundzadeh Darian, M., Akhavan Sepahi, A., Chalabian, F. (1999). Evaluation of antimicrobial effects of aqueous, ethanol, methanol and acetone extracts of Cynara scolymus on selected bacteria and fungi. Microbiol Sci, 1(4), 21-28.
  6. Asadpour, Y., Mohammadi, M., Pourbakhsh, S.A., Rasa, M. (2014). Isolation, serotyping and antibiotic resistance of Salmonella isolated from chicken carcasses in Guilan province. Iran Vet J, 9(4), 5-13.
  7. Asgarpanah, J., Amin, G.R., Parviz, M. (2011). In vitro antiglycation activity of Eremurus persicus (Jaub. Et Sp.) Boiss. Pakistan J Bot, 43(5), 2311-2313.
  8. Bagcigil, A.F., Taponen, S., Koort, J., Bengtsson, B., Myllyniemi, A.L., Pyorala, S. (2012). Genetic basis of penicillin resistance of S. aureus isolated in bovine mastitis. Acta Vet Scand, 54, 69. http://doi.org/10.1186/1751-0147-54-69 PMID: 3575348
  9. Baser, K., Ermin, N., Adigüzel, N., Aytac, Z. (1996). Composition of the essential oil of Prangos ferulacea L. J Essen Oil Res, 8(3), 297-298.
  10. Bauer, A., Kirby, W., Sherris, J., Turck, M. (1966). Antibiotic susceptibility testing by a standardized single disk method. Am J Clin Pathol, 45(4), 493-496.
  11. Casteel, S., Johnson, G., Miller, M., Chudomelka, H., Cupps, D., Haskins, H., Gosser, H. (1994). Amaranthus retroflexus (redroot pigweed) poisoning in cattle. J Am Vet Med Assoc, 204(7), 1068-1070.
  12. Cherrat, L., Espina, L., Bakkali, M., Pagán, R., Laglaoui, A. (2014). Chemical composition, antioxidant and antimicrobial properties of Mentha pulegium, Lavandula stoechas and Satureja calamintha Scheele essential oils and an evaluation of their bactericidal effect in combined processes. Inn Food Sci Emerg Technol, 22, 221-229. http://doi.org/10.1016/j.ifset. 2013.12.016
  13. Durmaz, H., Sagun, E., Tarakci, Z., Ozgokce, F. (2006). Antibacterial activities of Allium vineale, Chaerophyllum macropodum and Prangos ferulacea. Afr J Biotechnol, 5(19), 121-132.
  14. Farshad, A.A., Enferadi, M., Bakand, S., Jamshidi Orak, R., Mirkazemi, R. (2016). Penicillin dust exposure and penicillin resistance among pharmaceutical workers in Tehran, Iran. Int J Occup Environ Health, 22(3), 218-223. http://doi.org/10. 1080/10773525.2016.1201238 PMID: 5102236
  15. Farzaei, M.H., Rahimi, R., Attar, F., Siavoshi, F., Saniee, P., Hajimahmoodi, M., Mirnezami, T., Khanavi, M. (2014). Chemical composition, antioxidant and antimicrobial activity of essential oil and extracts of Tragopogon graminifolius, a medicinal herb from Iran. Nat Prod Commun, 9(1), 121-124.
  16. Karunanidhi, A., Ghaznavi-Rad, E., Jeevajothi Nathan, J., Abba, Y., van Belkum, A., Neela, V. (2017). Allium stipitatum Extract exhibits in vivo antibacterial activity against methicillin-resistant Staphylococcus aureus and accelerates burn wound healing in a full-thickness murine burn model. Evid Based Complement Alternat Med, 2017, 1914732. http://doi.org/10.1155/2017/ 1914732 PMID: 5340985
  17. Kerr, L.A. Kelch, W.J. (1998). Pigweed (Amaranthus retroflexus) toxicosis in cattle. Vet Hum Toxicol, 40(4), 216-218.
  18. Lee, K.H. Rhee, K.H. (2013). Antimalarial activity of nepodin isolated from Rumex crispus. Arch Pharm Res, 36(4), 430-435. http://doi.org/10.1007/s12272-013-0055-0
  19. Lipkin, A., Anisimova, V., Nikonorova, A., Babakov, A., Krause, E., Bienert, M., Grishin, E., Egorov, T. (2005). An antimicrobial peptide Ar-AMP from amaranth (Amaranthus retroflexus L.) seeds. Phytochemistry, 66(20), 2426-2431. http://doi.org/10. 1016/j.phytochem.2005.07.015
  20. Locarek, M., Novakova, J., Kloucek, P., Host'alkovia, A., Kokoska, L., Lucie, G., Safratova, M., Opletal, L., Cahlikova, L. (2015). Antifungal and Antibacterial Activity of Extracts and Alkaloids of Selected Amaryllidaceae Species. Nat Prod Commun, 10(9), 1537-1540.
  21. Lopez-Molina, D., Navarro-Martinez, M.D., Rojas Melgarejo, F., Hiner, A.N., Chazarra, S., Rodriguez-Lopez, J.N. (2005). Molecular properties and prebiotic effect of inulin obtained from artichoke (Cynara scolymus L.). Phytochem, 66(12), 1476-1484. http://doi.org/10.1016/j.phytochem.2005.04.003
  22. Macedo-Vinas, M., Cordeiro, N.F., Bado, I., Herrera-Leon, S., Vola, M., Robino, L., Gonzalez-Sanz, R., Mateos, S., Schelotto, F., Algorta, G., Ayala, J.A., Echeita, A., Vignoli, R. (2009). Surveillance of antibiotic resistance evolution and detection of class 1 and 2 integrons in human isolates of multi-resistant Salmonella Typhimurium obtained in Uruguay between 1976 and 2000. Int J Infect Dis, 13(3), 342-348. http://doi.org/10. 1016/j.ijid.2008.07.012
  23. Maghsoudi, A., Saeidi, S., Mousavi, S.R. (2018). Antimicrobial effects of aqueous extract, ethanol extract and essential oil of Golpar on Salmonella typhimurium isolated from poultry. Veterinary Researches & Biological Products, 31(1), 65-73. http://doi.org/10.22092/vj.2017.109599.1271
  24. Mahmodi, R., Tajik, H., Farshid, A., Ehsani, A., Zaree, P., Moradi, M. (2011). Phytochemical Properties of Mentha longifolia L. Essential oil and its antimicrobial effects on Staphylococcus Aureus. Armaghane Danesh, 16(5), 400-412.
  25. Mannan, A., Shohel, M., Rajia, S., Mahmud, N.U., Kabir, S., Hasan, I. (2014). A cross sectional study on antibiotic resistance pattern of Salmonella typhi clinical isolates from Bangladesh. Asian Pac J Trop Biomed, 4(4), 306-311. http://doi.org/10.12980/ APJTB.4.2014C770 PMID: 3929795
  26. Moghadamtousi, S.Z., Kadir, H.A., Hassandarvish, P., Tajik, H., Abubakar, S., Zandi, K. (2014). A review on antibacterial, antiviral, and antifungal activity of curcumin. Biomed Res Int, 2014, 186864. http://doi.org/10.1155/2014/186864 PMID: 4022204
  27. Noda, T., Murakami, K., Ishiguro, Y., Asai, T. (2010). Chicken meat is an infection source of Salmonella serovar Infantis for humans in Japan. Foodborne Pathog Dis, 7(6), 727-235. http://doi.org/10.1089/fpd.2009.0438
  28. Peighambari, S.M., Sorahi Nobar, M., Morshed, R. (2015). Detection of Salmonella enterica serovar Infantis among serogroup C Salmonella isolates from poultry using PCR and determination of drug resistance patterns. Iran Vet J, 11(2), 54-60. http://doi.org/10.22055/ivj.2015.10112
  29. Poeta, P., Costa, D., Igrejas, G., Saenz, Y., Zarazaga, M., Rodrigues, J., Torres, C. (2007). Polymorphisms of the pbp5 gene and correlation with ampicillin resistance in Enterococcus faecium isolates of animal origin. J Med Microbiol, 56(Pt 2): 236-240. http://doi.org/10.1099/jmm. 0.46778-0
  30. Saedi, S., Khaleghy, M., Khaleghy, M., Pour Saedi, S. (2013). Study of The antimicrobial activity of ethanol extract of Cayenne pepper, Amaranthus retroflexus and Satureja hortensis against antibiotic resistant Staphylococcus aureus strains. Appl Biol, 25(2), 39-48. http://doi.org/10.22051/jab. 2014.1121
  31. Sahranavard, S., Ghafari, S., Mosaddegh, M. (2014). Medicinal plants used in Iranian traditional medicine to treat epilepsy. Seizure, 23(5), 328-32. http://doi.org/10.1016/jseizure.2014.01.013
  32. Schamber, G.J. Misek, A.R. (1985). Amaranthus retroflexus (redroot pigweed): inability to cause renal toxicosis in rabbits. Am J Vet Res, 46(1), 266-267.
  33. Shahverdi, A.R., Monsef-Esfahani, H.R., Nickavar, B., Bitarafan, L., Khodaee, S., Khoshakhlagh, N. (2005). Antimicrobial activity and main chemical composition of two smoke condensates from Peganum harmala seeds. Z Naturforsch C, 60(9-10), 707-710.
  34. Shanahan, P.M., Jesudason, M.V., Thomson, C.J., Amyes, S.G. (1998). Molecular analysis of and identification of antibiotic resistance genes in clinical isolates of Salmonella typhi from India. J Clin Microbiol, 36(6), 1595-600. PMID: 104883
  35. Shokraneh, M., Ghalamkari, G., Toghyani, M., Landy, N. (2016). Influence of drinking water containing Aloe vera (Aloe barbadensis Miller) gel on growth performance, intestinal microflora, and humoral immune responses of broilers. Vet World, 9(11), 1197-1203. http://doi.org/10.14202/vetworld. 2016.1197-1203 PMID: 5146297
  36. Sun, S., Berg, O.G., Roth, J.R., Andersson, D.I. (2009). Contribution of gene amplification to evolution of increased antibiotic resistance in Salmonella typhimurium. Genetics, 182(4), 1183-1195. http://doi.org/10.1534/genetics.109. 103028 PMID: 2728858
  37. Tarabees, R., Elsayed, M.S.A., Shawish, R., Basiouni, S., Shehata, A.A. (2017). Isolation and characterization of Salmonella enteritidis and Salmonella typhimurium from chicken meat in Egypt. J Infect Dev Ctries, 11(4), 314-319. http://doi.org/10. 3855/jidc.8043
  38. Thung, T.Y., Mahyudin, N.A., Basri, D.F., Wan Mohamed Radzi, C.W., Nakaguchi, Y., Nishibuchi, M., Radu, S. (2016). Prevalence and antibiotic resistance of Salmonella enteritidis and Salmonella typhimurium in raw chicken meat at retail markets in Malaysia. Poult Sci, 95(8), 1888-1893. http://doi. org/10.3382/ps/pew144
  39. Timoney, J.F. (1978). The epidemiology and genetics of antibiotic resistance of Salmonella typhimurium isolated from diseases animals in New York. J Infect Dis, 137(1), 67-73.
  40. Torres, M.B., Kommers, G.D., Dantas, A.F., de Barros, C.L. (1997). Redroot pigweed (Amaranthus retroflexus) poisoning of cattle in southern Brazil. Vet Hum Toxicol, 39(2), 94-96.
  41. Valle, D.L., Cabrera, E.C., Puzon, J.J., Rivera, W.L. (2016). Antimicrobial activities of methanol, ethanol and supercritical CO2 extracts of philippine Piper betle L. on clinical isolates of gram positive and gram negative bacteria with transferable multiple drug resistance. PLoS One, 11(1), e0146349. http://doi.org/10.1371/journal.pone.0146349 PMID: 4704777
  42. Walsh, C., Duffy, G., Nally, P., O'Mahony, R., McDowell, D.A., Fanning, S. (2008). Transfer of ampicillin resistance from Salmonella typhimurium DT104 to Escherichia coli K12 in food. Lett Appl Microbiol, 46(2), 210-215. http://doi.org/ 10.1111/j. 1472-765X.2007.02288.x
  43. Wang, M., Simon, J.E., Aviles, I.F., He, K., Zheng, Q.Y., Tadmor, Y. (2003). Analysis of antioxidative phenolic compounds in artichoke (Cynara scolymus L.). J Agric Food Chem, 51(3), 601-608. http://doi.org/10.1021/jf020792b
  44. Wasfy, M.O., Moustafa, D.A., El-Gendy, A.M., Mohran, Z.S., Ismail, T.F., El-Etr, S.H., Oyofo, B.A. (1996). Prevalence of antibiotic resistance among egyptian Salmonella typhi strains. J Egypt Public Health Assoc, 71(1-2), 149-160.
  45. Whitehead, S.S., Leavitt, R.W., Jensen, M.M. (1993). Staphylococcosis of turkeys. 6. Development of penicillin resistance in an interfering strain of Staphylococcus epidermidis. Avian Dis, 37(2), 536-541.
  46. 46. Zhao, S., McDermott, P.F., Friedman, S., Abbott, J., Ayers, S., Glenn, A., Hall-Robinson, E., Hubert, S.K., Harbottle, H., Walker, R.D., Chiller, T.M., White, D.G. (2006). Antimicrobial resistance and genetic relatedness among Salmonella from retail foods of animal origin: NARMS retail meat surveillance. Foodborne Pathog Dis, 3(1), 106-117. http://doi.org/10.1089/fpd.2006.3.106