تاثیر اسانس و عصاره برخی گیاهان دارویی خانواده چتریان درتخریب زیرالنون شیرابه شکمبه گاو

نوع مقاله: بهداشت خوراک دام، طیور و آبزیان

نویسندگان

1 گروه کشاورزی، پژوهشکده گیاهان و مواد اولیه دارویی دانشگاه شهید بهشتی، تهران، ایران

2 گروه فیتوشیمی، پژوهشکده گیاهان و مواد اولیه دارویی دانشگاه شهید بهشتی، تهران، ایران

3 بخش تحقیق و توسعه، شرکت نوین رشد شهران فوده، اصفهان، ایران

چکیده

زمینۀ مطالعه: زیرالنون یک زهرابه قارچی استروژنیک غیراستروئیدی است که به طور معمول در خوراک حیوانات یافت می­شود و سبب بروز نارسائی در کارکرد دستگاه تناسلی می­شود. بیشتر جاذب­های تجاری توانائی جذب زیرالنون را ندارند و ممکن است پیامدهای مصرفی زیانباری روی حیوان داشته باشند. بنابراین کشف و معرفی ترکیبات طبیعی سالم و ایمن جهت کاهش زیرالنون خوراک ضروری می‌باشد.  
هدف: هدف اصلی این پژوهش معرفی برخی گیاهان دارویی با توانایی تجزیه زیرالنون شیرابه شکمبه گاو در شرایط برون تنی می‌باشد.
روش‌کار: در این پژوهش ابتدا کارایی اسانس و عصاره‌های ان-هگزانی، اتیل استاتی و متانولی بذرهای چهار گیاه دارویی از خانواده­ چتریان (Apiaceae) شامل گشنیز(Coriandrum sativum)، زیره سبز(Cuminum cyminum)، رازیانه(Foeniculum vulgare) و گلپر ایرانی (Heracleum persicum)  بر تجزیه زیرالنون (2 میلی‌گرم اسانس/عصاره همراه با 4/0 میکروگرم زیرالنون  در 1 میلی‌لیتر شیرابه شکمبه گاو) بررسی شد و سپس تاثیر اسانس و عصاره های امیدبخش در سه نسبت اسانس/ عصاره: توکسین (125 :1، 250 :1 و 00 5 :1) در طول 48 ساعت پایش شد. در هر مرحله محتوای زیرالنون توسط ستون ایمونوافینیتی استخراج و با استفاده از دستگاه کروماتوگرافی مایع با کارایی بالا (HPLC) دارای ردیاب فلورسنت اندازه گیری شد.
نتایج: نتایج نشان داد اسانس گشنیز (حاوی 5/76 درصد لینالول)، عصاره ان-هگزانی گشنیز و عصاره­های متانولی و اتیل استاتی گلپر از توانائی قابل قبولی (بیش از 30 درصد) در تجزیه زیرالنون برخوردار هستند. پایش محتوای زیرالنون در حضور غلظت­های مختلف اسانس و عصاره­های امیدبخش نشان داد که اسانس گشنیز طی 48 ساعت با  5/79درصد تجزیه زیرالنون بیشترین تاثیر را در پاکسازی زیرالنون از شیرابه شکمبه دارد و عصاره‌ی ان- هگزانی گشنیز پس از 36 و 48  ساعت در نسبت­1:500 به ترتیب با 8/67 درصد و 2/74 درصد تجزیه زیراانون در مرتبه بعدی قرار گرفت. همچنین عصاره­های متانولی و اتیل استاتی گلپر در نسبت1:500 به ترتیب قادر به کاهش 46 درصد و 8/41 درصد محتوای زیرالنون شیرابه شکمبه بودند.  
نتیجه‌گیری نهایی: گیاهان دارویی گشنیز و گلپر به عنوان دو افزودنی امید بخش برای تجزیه زیرالنون در خوراک دام معرفی می‌شوند.

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

The Destructive Effects of Essential Oil and Extracts of Some Medicinal Plants (Apiaceae family) on The Reduction of Zearalenone in Rumen Fluid

نویسندگان [English]

  • Mahboobe Shahvardi 1
  • Mohsen Farzaneh 1
  • Samad Nejad-Ebrahimi 2
  • Abolfazl Soltani-Oshyani 3
1 Department of Agriculture, Medicinal Plants and drugs Research Institute, Shahid Beheshti University, Tehran, Iran
2 Department of Phytochemistry, Medicinal Plants and Drugs Research Institute, Shahid Beheshti University, Tehran, Iran
3 Department of Research and Development, Novin Roshd Shahran Foudeh Co, Isfahan, Iran
چکیده [English]

BACKGROUND: Zearalenone (ZEA) is a nonsteroidal estrogenic mycotoxin that is usually found in animal feed and causes disorder in genital organs activity. Most commercial adsorbents do not have ZEA absorbency and may have side effects on the animal performance. Therefore, the discovery and introduction of natural compounds are necessary to reduce ZEA.
OBJECTIVES: The introduction of some medicinal plants to degrade ZEA in rumen fluid is the main objective of this study.
METHODS: In the present study, essential oil and different extracts (methanol, n-hexane and ethyl-acetate) of seed of four medicinal plants belonging to Apiaceae family including coriander (Coriandrum sativum),Cumin (Cuminum cyminum), Fennel (Foeniculum vulgare) and Persian hogweed (Heracleum persicum) were investigated to reduce ZEA in rumen fluid (0.4µg ZEA in ml 20% rumen fluid) at the ratio of essential oil/extract to toxin 125:1, 250:1 and 500:1 in 48h.The ZEA-content was extracted by the immunoaffinity column and analyzed by high-performance liquid chromatography (HPLC-FLD).
RESULTS: The results showed that essential oil of coriander (contains 76.5% of linalool), n-hexane extract of coriander and methanol and ethyl acetate extracts of Persian hogweed exhibit acceptable efficiency (more than 30%) in ZEA degradation. ZEA evaluation in the presence of various concentrations of promising essential oils and extracts exhibited that the essential oil of coriander has the highest effect to remove ZEA from rumen fluid with 79.5% after 48 h. The n-hexane extract of coriander at the rate of 500:1 caused 67.8% and 74.2% reduction in ZEA content after 36 and 48 h incubation time respectively and located at the next statistical level. In addition, methanol and ethyl- acetate extracts of Persian hogweed at the rate of 500:1 reduced 46% and 41.8% ZEA content in rumen fluid respectively.
CONCLUSIONS: Coriander and Persian hogweed are introduced as promising botanical additive sources to remove ZEA in animal feed.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Rumen fluid
  • Zearalenone
  • medicinal plants
  • Composition
  • Degradation

مقدمه

 

آلودگی­های غلات و در نتیجه خوراک حیوانات به مایکوتوکسین­ها (زهرابه های قارچی) به صورت یک مشکل بزرگ در سراسر جهان آشکار است (4). زیرالنون (zearalenone) یکی از مایکوتوکسین­های شایع است که بیشتر بوسیله گونه های جنس فوزاریوم(Fusarium) به ویژه فوزاریوم گرامیناروم(Fusarium graminearum) روی برخی فرآورده های کشاورزی و به خصوص بذر غلات تولید می­شود و به‌عنوان یکی از آلوده‌کننده‌های رایج مواد غذایی انسان و خوراک دام، طیور و آبزیان مطرح می­باشد (21). زیرالنون ترکیبی استروژنی و آنابولیک (Anabolic) است که با گیرنده­های استروژن پیوند می­یابد و سبب القاء سندرمی می­شود که در مقادیر کم باعث بلوغ زودرس و افزایش اندازه سینه و در دوزهای بالا، منجر به بی اشتهایی و سقط جنین در دام می­شود (23). همچنین زیرالنون سبب اثرات سمیت ژنتیکی، ناقص الخلقه زائی و سرطان­زا در جوجه های گوشتی و آبزیان می شود (6،22،25،26،29).

استفاده از عوامل جاذب و تجزیه­کننده­های مایکوتوکسین­ها به عنوان مواد افزودنی خوراک، رویکرد بسیار امیدوارکننده برای کاهش خطر دچار شدن به مایکوتوکسیوز در حیوانات و همچنین کاهش انتقال مایکوتوکسین­ها از خوراک­های آلوده به انسان است (19،27). با این حال، جاذب­های معدنی مانند بنتونیت­ها و زئولیت­ها برای جذب بعضی از مایکوتوکسین­ها مانند آفلاتوکسین­ها کارآمد بوده­اند، اما اثربخشی آنها در مورد زیرالنون بسیار محدود و ناامید­کننده است (27). اگر چه برخی از جاذب­ها ازقبیل کربن فعال می­تواند مقدار قابل توجهی از زیرالنون را جذب کنند، اما کربن فعال مواد مغذی و ویتامین­ها را نیز جذب کرده و اثرات منفی بر قابلیت زیست­پذیری مواد معدنی و عناصر کمیاب دارد (24،33). در حال حاضر در مواجهه با ناتوانی نسبی و پیامدهای مصرفی جاذب­های معدنی، پژوهش ها به سمت ترکیبات طبیعی کاهش­دهنده مایکوتوکسین­ها مانند اسیدهای آلی، پروبیوتیک­ها و ترکیبات گیاهی سوق داده شده است.گیاهان دارویی دارای دامنه گسترده­ای از ترکیبات مختلف طبیعی فعال هستند که در زندگی بسیاری از مردم در سراسر جهان جایگاه بسیار مهمی دارند. اسانس و یا عصاره­های برخی از گیاهان دارویی خانواده­های نعناعیان (Lamiaceae)، کاسنی(Asteraceae)، چتریان(Apiaceae)، موردیان(Myrtaceae) و برگ بوئیان (Lauraceae) توانایی خود را در کاهش برخی از مایکوتوکسین­ها از جمله آفلاتوکسین­ها، به وسیله مهار رشد قارچ آسپرژیلوس فلاووس(Aspergilus flavus) و یا جلوگیری از تولید توکسین، نشان دادند (2،3،5،28). فزون بر این، چندین عصاره گیاهی برای تخریب و سم­زدایی آفلاتوکسین B1 معرفی شده است (13،20). با توجه به این واقعیت که اسانس و عصاره گیاهان حاوی ترکیبات مختلف هستند، ممکن است برخی از آنها بتوانند به­عنوان تجزیه­کننده­ زیرالنون در خوراک عمل کنند. بنابراین هدف از مطالعه حاضر: 1) بررسی توانایی اسانس و عصاره های برخی گیاهان دارویی (خانواده چتریان) برای حذف زیرالنون از شیرابه شکمبه و2) معرفی گیاهان امیدبخش به عنوان مکمل گیاهی توکسین­زدای خوراک حیوانات می­باشد.

مواد و روش­ کار

آماده سازی استاندارد زیرالنون: استاندارد زیرالنون (Z2125) از شرکت سیگما خریداری شد. محلول استاندارد ذخیره در غلظت 1میلی‌گرم زیرالنون در mL 1 متانول (غلظت نهایی زیرالنون برابر با ppm 1000) و محلول استاندارد کاری زیرالنون در غلظت ppm 200 تهیه شد.

تهیه اسانس و عصاره های گیاهی: بذرهای گیاهان گشنیز و زیره سبز  از استان کرمان-منطقه رفسنجان، بذر گیاه گلپر از استان مازندران- منطقه پل­سفید و بذر گیاه رازیانه از کلکسیون گیاهان دارویی، پژوهشکده گیاهان و مواد اولیه دارویی دانشگاه شهید بهشتی، تهران جمع‌آوری‌شد. بذرهای جمع آوری شده پس از تایید توسط گروه بیولوژی پژوهشکده، پاکسازی، شستشو و خشک شدند و به طور همگن آسیاب شدند.

استخراج اسانس برای هر نمونه گیاهی (50 گرم) به روش تقطیر با آب به وسیله دستگاه کلونجر براساس روش فارماکوپه بریتانیا به مدت سه ساعت انجام شد (7). اسانس بدست آمده بوسیله سولفات سدیم خشک آبگیری و در شیشه های تیره در دمای  4 درجه سانتی‌گراد در یخچال نگهداری شد.

شناسایی فیتوشیمیایی گیاهان: شناسایی فیتوشیمیایی گیاهان از طریق آنالیز ترکیبات اسانس­ با استفاده از دستگاه­های گازکروماتوگرافی (دستگاه گازکروماتوگرافیThermoquest  مجهز به ستون DB-1 به طول 60 متر و قطر 25/0 میلی‌متر و ضخامت لایة فاز ساکن 25/0 میکرومتر، دمای محفظه تزریق 250 درجه سانتی‌گراد با برنامه­ریزی حرارتی ستون از 60 تا 250 درجه با افزایش دمای 4 درجه در دقیقه، نوع ردیاب FID (Flame Ionization Detector ) با دمای 280 درجه سانتی‌گراد، گاز حامل هلیوم با جریان ثابت mm/m 1/1) و گازکروماتوگرافی همراه با طیف سنجی جرمی (از نوع Thermoquest-Finnigan، مجهز به ستون DB-1 به­طول m 60 و قطر 25/0میلی‌متر، ضخامت لایه فاز ساکن 25/0 میکرومتر، ، برنامه ریزی حرارتی مشابه دستگاه GC، انرژی یونیزاسیون 70 الکترون ولت، گاز حامل هلیوم و دمای محفظه تزریق  برابر با 250 درجه سانتی‌گراد انجام شد. شناسایی ترکیب­ها بر اساس شاخص بازداری و مقایسه طیف جرمی آن­ها با ترکیب­های پیشنهادی کتابخانه دستگاه انجام گرفت. درصد هر ترکیب با توجه به سطح زیر منحنی آن در طیف کروماتوگرام حاصل از دستگاه GC با روش نرمال کردن سطح منحنی و بدون محاسبه عامل تصحیح صورت گرفت (1).

عصاره­گیری از گیاهان در سه مرحله به روش خیساندن (maceration) و به نسبت نمونه گیاهی به حلال،1به 5 ، به ترتیب با استفاده از حلال­های اِن-هگزان (به منظور استخراج چربی­ها و ترکیبات غیرقطبی)، اتیل استات ( استخراج ترکیبات نیمه قطبی) و متانول (استخراج ترکیبات قطبی) به مدت 48 ساعت در دمای 40 درجه سانتی‌گراد درون دستگاه شیکر انکوباتور با سرعت 120 دور در دقیقه انجام شد. عصاره­های حاصل به کمک دستگاه پمپ خلأ از فیلتر کاغذی واتمن شماره 1عبور داده شدند. عصاره صاف شده با استفاده از دستگاه تبخیرکننده دوار(Rotary Evaporator) تحت شرایط خلا و دمای 40 درجه سانتی‌گراد تغلیظ شد و ماده خشک حاصل در دمای  4 درجه سانتی‌گراد  نگهداری شد. جهت تهیه غلظت­های مختلف از عصاره، ابتدا محلول کاری به غلظت 5 درصد عصاره در حلال DMSO (Dimethyl sulfoxide) تهیه شد و از این محلول، سایر غلظت­ها نیز تهیه شد.

 تهیه و آماده سازی شیرابه شکمبه: شیرابه شکمبه از گاوهای دارای فیستول (Fistula) دائمی از موسسه شیر و گوشت فوده سپاهان (اصفهان، قهجاورستان) و 6 ساعت بعد از تغذیه (16) تهیه شد و پس از عبور از پارچه ململ دو لا، در دمای  4 درجه سانتی‌گراد نگه­داری شد.

تاثیر اسانس و عصاره های گیاهی در تجزیه زیرالنون شیرابه شکمبه: توانایی اسانس و عصاره­ها در تجزیه زیرالنون
(µg/mL  2 شیرابه شکمبه) در نسبت 500 برابر اسانس/عصاره به توکسین، در شرایط طراحی شده مشابه با شکمبه گاو بررسی شد. به طور خلاصه جهت تهیه محلول کاری عصاره­ها، 10 میلی‌گرم از هر عصاره­ به 100 میکرولیتر محلول DMSO افزوده شد و سپس به مدت پنج دقیقه ورتکس و 10 دقیقه در حمام آبی سونیک شد. درون ویال‌های کدر شیشه­ا­­ی با حجم 10میلی‌لیتر، مقدار 2میلی‌لیتر آب مقطر حاوی 20 درصد شیرابه شکمبه گاو و ppm 2 زیرالنون ریخته شد (pH نزدیک به 6) و سپس به مقدار 2 میکرولیتر اسانس یا 20 میکرولیتر از  محلول کاری عصاره به ویال­ها افزوده شد. بلافاصله ویال­های حاصل  به مدت 24 ساعت روی شیکر انکوباتور با دمای   39 درجه سانتی‌گراد و سرعت 200 دور در دقیقه و شرایط تاریکی منتقل شدند. تیمارهای شاهد شامل ویال­های حاوی شیرابه شکمبه 20 درصد و ویال­های حاوی شیرابه شکمبه 20 درصد و زیرالنون بودند.

پایش تجزیه زیرالنون توسط اسانس و عصاره­های برتر: محتوای زیرالنون در نسبت­های 125 ،250 و 500 عصاره به توکسین و  پس از 12، 24، 36و 48 ساعت به روش فوق ارزیابی شد.

جداسازی و سنجش محتوای زیرالنون: جهت استخراج زیرالنون، هر نمونه با 8 میلی لیتر  بافر فسفات (PBS) مخلوط و از ستون ایمونوافینیتی اختصاصی زیرالنون (Easy- extract®zearalenone) ساخت شرکت R. BiopharmRhone  با سرعت 1 قطره در ثانیه عبور داده شد. سپس ستون با 6 میلی‌لیتر بافر فسفات شستشو شد و زیرالنون چسبیده به ستون با 5/1 میلی‌لیتر متانول از ستون خارج و جمع­آوری شد. محتوای زیرالنون توسط دستگاهHPLC (مدل Shimadzu، شرکتKnauer) مجهز به ردیاب فلورسنت RF-10AXL و فاز متحرک استونیتریل: آب: متانول (2:6:2) و با استفاده از ستون کروماتوگرافی SunFire C18 Column, 100A, 3.5µm, 3.0 mm X 150 mm(Waters,Ireland)، در طول موج جذب 314 نانومتر و نشر 450 نانومتر ارزیابی شد.

تجزیه و تحلیل آماری داده­ها: تمام آزمایش‌ها به‌صورت فاکتوریل در قالب طرح پایه کاملا تصادفی و با سه تکرار اجرا شد. برای تجزیه واریانس داده­ها از نرم‌افزار SAS 9.1 و به روش GLM استفاده شد. میانگین‌ داده‌ها با استفاده از آزمون چند دامنه‌ای دانکن در سطح 1 درصد مقایسه شد.

نتایج

شناسایی فیتوشیمیایی گیاهان: نتایج آنالیز GC و GC-MS نشان داد که عمده ترکیبات تشکیل دهنده اسانس رازیانه شامل ترانس آنتول (3/74درصد)، فنچون (5/8درصد)، آلفا توجون (8/4درصد)، آلفا فلاندرن (5/4درصد)، استراگول (3/3درصد) و بتا فیلاندرون  (9/1درصد) می باشد.

گاما ترپینن (7/30درصد)، بتا پینن (8/20درصد)، کومین آلدهاید (4/15درصد)، پارا منتا- 1و3- دین-7-آل (1/12درصد)، پارا منتا- 1و4- دین-7-آل (%5/13)، پارا-سیمن (5/3درصد) و استراگول (6/1 درصد) مهمترین ترکیبات موجود در اسانس زیره سبز می­باشند. ترکیبات غالب اسانس گشنیز شامل لینالول (5/76 درصد)، گاما ترپینن (1/7درصد)، آلفا پینن (4/6درصد)، نریل استات (8/4درصد) و ترانس- دودکانال (1/2درصد) می باشند.

 عمده ترکیبات تشکیل دهنده اسانس گلپر شامل ترانس آنتول (2/63درصد)، گاما-ترپینن (1/5درصد)، لیمونن (6/1درصد)،  بتا- پینن (5/2درصد)، لینالول (1/2درصد)، استراگول (5/11درصد)، ژرماکرن-دی (5/3درصد) و آلفا فارنسن (4/3درصد) می‌باشد (جدول 1).

تاثیر اسانس و عصاره های گیاهی در تجزیه زیرالنون شیرابه شکمبه: در این مطالعه اثر بخشی اسانس و عصاره­های مختلف چهار گیاه دارویی از خانواده چتریان روی کاهش محتوای زیرالنون شیرابه شکمبه مورد مطالعه قرار گرفت.

جدول (2) مقایسه میانگین اثر اسانس و عصاره­های گیاهی در تجزیه زیرالنون شیرابه شکمبه در نسبت 500 به 1 (عصاره/اسانس به توکسین) را نشان می­دهد. نتایج مشخص کرد که بین تیمارهای مختلف تفاوت معنی­داری وجود دارد، به‌طوری که اسانس گشنیز با 8/55درصد بیشترین تاثیر را در تجزیه زیرالنون شیرابه شکمبه نشان داد. عصاره ان هگزانی گشنیز، عصاره متانولی و اتیل استاتی گلپر با 49درصد، 3/34 درصد و 6/31درصد تجزیه در رتبه های بعدی قرار دارند که تاثیر قابل قبولی را نسبت به اسانس و عصاره های دیگر گیاهان در کاهش زیرالنون نشان دادند.

پایش تجزیه زیرالنون توسط اسانس و عصاره­های برتر: مقایسه میانگین اثر غلظت و زمان بر تجزیه زیرالنون توسط عصاره­های منتخب گیاهی نشان داد بین غلظت های مختلف کاربرد اسانس و عصاره­های گیاهی (نسبت­های اسانس/عصاره به توکسین: 125 به 1، 250 به 1 و 500 به 1) و مدت زمان تعامل عصاره یا اسانس با توکسین (زمان­های 12، 24، 36 و 48  ساعت) از نظر کاهش محتوای زیرالنون شیرابه شکمبه گاو در سطح 1درصد اختلاف معنی­دار وجود دارد. به طور کلی برای اغلب عصاره­ها با افزایش زمان، مقدار تجزیه زیرالنون افزایش یافت، اما مقدار این افزایش برای عصاره­های مختلف متفاوت است. همچنین با افزایش غلظت عصاره، افزایش معنی­دار تجزیه زیرالنون مشاهده شد به­طوری­که در نسبت  500، اسانس و عصاره ان-هگزانی گشنیز به ترتیب با 5/79 درصد و 2/74 درصد تجزیه در 48 ساعت بهترین تاثیر را نشان دادند. در همین غلظت و بعد از 36 ساعت، عصاره ان-هگزانی گشنیز و اسانس گشنیز به ترتیب با 8/67 درصد و  2/58 درصد در رتبه بعدی قرار گرفتند. اسانس و عصاره ان-هگزانی گشنیز بعد از 24 ساعت با 8/53 درصد و 5/49 درصد تجزیه زیرالنون تاثیر بهتری نسبت به عصاره متانولی و اتیل استاتی گلپر در طی 48 ساعت (به ترتیب با 46 درصد و 8/41 درصد تجزیه) نشان دادند. تجزیه بیشتر توکسین در شیرابه شکمبه توسط گشنیز را می­توان به وجود ترکیبات غالب اسانس از قبیل لینالول و به احتمال وجود این ترکیب در عصاره ان هگزانی گشنیز مرتبط دانست.  در نسبت اسانس/عصاره به توکسین برابر با 250به 1، بیشترین تاثیر مربوط به عصاره ان-هگزانی گشنیز  با 2/63 درصد تجزیه بعد از 48 ساعت بود و در زمان­های 36 و 24 ساعت نیز به ترتیب 6/59 درصد و 5/52 درصد تجزیه نشان داد. اسانس گشنیز نیز با 2/46 درصد تجزیه زیرالنون در طی 48 ساعت در مرتبه بعدی قرار گرفت و تاثیر توکسین زدایی بیشتری نسبت به عصاره های متانولی و اتیل استاتی گلپر نشان دادند. در نسبت 125 به 1، هیچکدام از عصاره ها تاثیری نشان ندادند و تنها اسانس گشنیز در این نسبت توانست زیرالنون را تجزیه کند و بهترین نتیجه در طی  48 ساعت با 2/25 درصد تجزیه حاصل شد (جدول 3).

بحث

 

در تحقیقات متعددی ترکیب ترانس­آنتول به عنوان جزء اصلی اسانس رازیانه گزارش شده است (31). همچنین ترکیبات گاماترپینن، بتاپینن وکومین­آلدهاید به عنوان اجزا اصلی اسانس زیره سبز توسط Gachkar و همکاران در سال  2007 گزارش شده است (12). معرفی لینالول به عنوان ساختار اصلی اسانس گشنیز توسط Burdock و همکاران در سال 2009 انجام شد (8). در بررسی فیتوشیمیایی ترکیبات اسانس گلپر ایرانی، ترانس آنتول با 25 درصد (11) و در مطالعه­ای دیگر هگزیل بوتیرات با %5/56 به عنوان جزء اصلی اسانس گزارش شده است (15).

توکسین­زدایی ایمن، مؤثر و سازگار با محیط زیست برای کنترل توکسین­های قارچی موجود در خوراک حیوان یک ضرورت است. در تحقیق حاضر، در حضور عصاره­ها و اسانس­های منتخب، مساحت یا شدت فلورسنت کروماتوگرام HPLC مربوط به زیرالنون کاهش یافت و کروماتوگرام دیگری روی صفحه گزارش دستگاه مشاهده نشد. به عبارت دیگر، محصول ناشی از تجزیه زیرالنون توسط ردیاب فلورسنت قابل ردیابی نبود که نشان می­دهد از نظر ساختار شیمیایی متفاوت از زیرالنون و متابولیت­های اصلی آن (آلفا زیرالنول و بتا زیرالنول) می­باشد.. برخی از محققان گزارش کرده‌اند که تعدادی از عصاره‌های گیاهی دارای پتانسیل قابل توجهی در کاهش آفلاتوکسین هستند (13،14). پژوهش های Velazhahan و همکاران در  سال 2010 روی توانایی عصاره‌های آبی برگ و دانه 34 گیاه دارویی متعلق به 17 خانواده گیاهی جهت توکسین زدایی آفلاتوکسین G1، نشان داد که عصاره گیاه Trachyspermum ammi با 65 درصد کاهش در آفلاتوکسین G1 بالاترین کارایی را داراست (32). در مطالعه دیگری قابلیت چشمگیر عصاره آبی آویشن دنایی و مرزه خوزستانی در تجزیه آفلاتوکسین B1 مشخص شده است (13). در مطالعه­ای تولید زیرالنون توسط قارچ فوزاریوم به میزان %88، %87، %91، %89 و %93 به ترتیب در محیط حاوی اسانس­های آویشن، نعناع، مرزه، شوید و فلفل قرمز کاهش یافت (18). همچنین Dwivedi و Dubey در سال 1993 فعالیت­های ضد قارچی اسانس­های استخراج شده از گیاهان زیره سیاه و نعناع را علیه A. flavus. بررسی کردند که نتایج نشان داد ترکیب کارفون به عنوان یکی از اجزاء اصلی اسانس آنها ممکن است مسئول فعالیت ضد قارچی در آنها ­باشد (9).

به­طور­کلی نتایج تحقیق حاضر نشان می­دهد که رابطه مستقیمی بین افزایش غلظت و مدت زمان حضور عصاره­ها و اسانس با میزان تجزیه زیرالنون وجود دارد و می­توان رابطه خطی در تجزیه زیرالنون با افزایش مدت زمان و غلظت اسانس/عصاره در نظر گرفت. برای انتخاب گیاه به صورت کاربردی باید اثرات متقابل زمان و غلظت در نظر گرفته شود. در بررسی زمان تعامل بین عوامل تجزیه کننده و توکسین، طبق بررسی‌های Hormisch و همکاران در سال 2004 کاهش AFB1 در محیط کشت باکتری Stenotrophomonas maltophilia به‌صورت مداوم و سریع اتفاق افتاد، به‌گونه‌ای که پس از 12 ساعت  به میزان 3/46 درصد و پس از 72 ساعت به میزان 7/78درصد کاهش در میزان AFB1 حاصل شد. همچنین به‌طور مشابه Albert و همکاران در سال 2006 گزارش کرده‌اند که 72 ساعت حضور مایع رویی کشت Rhodococcus erythropolis باعث 6/66 درصد تجزیه در میزان AFB1 شد. کشت مایع باکتری Mycobacterium fluoranthenivorans sp. nov. منجر به کاهش 80 درصد و 100 درصد میزان AFB1 به ترتیب پس از 36 و 72 ساعت شده است (17). بیشترین پاک‌سازی آفلاتوکسین از عصاره برون سلولیBacillus subtilis به دست آمده از کشت‌های 60 و 72 ساعته باکتری حاصل شد که به ترتیب به میزان 66/81 درصد و 10/82 درصد آفلاتوکسین موجود در محیط پاک‌سازی شد (10).

نتیجه گیری نهایی: از آنجایی که آلودگی­های خوراک دام به مایکوتوکسین­ها و از جمله زیرالنون در اغلب موارد اجتناب ناپذیر است، تعیین استراتژی­هایی برای توکسین­زدایی از این فراورده­ها و غیر فعال کردن توکسین موجود در آنها ضروری می­باشد. جهت رفع این مشکل، کاربرد گیاهان دارویی از جمله گشنیز و گلپر امیدوارکننده بوده و به عنوان افزودنی خوراک دام قابل توصیه می­باشد. به هر حال آزمایش­های درون تنی لازم است تا قابلیت کاربرد این دو گیاه در کاهش میزان زیرالنون خوراک دام، طیور و آبزیان به طور دقیق مشخص شده و به­صورت تجاری به­عنوان افزودنی گیاهی توکسین زدای خوراک حیوانات مورد استفاده قرار گیرند.

سپاسگزاری

این تحقیق با حمایت معاونت پژوهشی و فن­آوری دانشگاه شهید بهشتی (طرح موظف به شماره 3348/600) و شرکت نوین رشد شهران فوده انجام شده است که بدینوسیله نویسندگان مراتب قدردانی و تشکر خود را ابراز می­دارند.

تعارض منافع

بین نویسندگان تعارض در منافع گزارش نشده است.

 

جدول1. شناسایی فیتوشیمیایی ترکیبات اسانس بذر چهار گیاه دارویی گلپر، گشنیز، زیره سبز و رازیانه با استفاده از  دستگاه  GC و GC-MS

 

ترکیبات*

رازیانه

زیره سبز

گشنیز

گلپر

شاخص بازداری (RI)**

آلفا-توجون،  α-thujone

8/4

7/0

1/0

-

935

آلفا-پینن،  α-pinene

2/0

-

4/6

-

940

سابینن،  sabinene

-

2/0

5/0

-

968

بتا-پینن،  β-pinene

2/0

8/20

3/0

5/2

975

میرسن،  myrcene

3/0

-

3/0

-

982

اِن- اُکتانال،  n-octanal

-

-

-

4/0

998

آلفا- فلاندرن،  α- phellandrene

5/4

4/0

-

-

1000

پارا- سیمن،  p-cymene

3/0

5/3

0/1

0/1

1016

لیمونن،  limonene

-

-

2/0

6/1

1023

بتا- فلاندرن،  β- phellandrene

9/1

-

-

-

1026

گاما-ترپینن،  γ-terpinene

2/0

-

1/7

1/5

1053

لینالول،  linalool

-

2/0

5/76

1/2

1084

گاما-ترپینن،  γ-terpinene

5/0

7/30

-

-

1051

فنچون،  fenchone

5/8

-

-

-

1071

پریل آلدهاید،  perill aldehyde

-

-

-

-

1181

هگزیل بوتانات،  hexyl butanoate

-

-

-

2/1

1191

استراگول،  estragol

3/3

6/1

-

5/

1221

کومین آلدهاید،  cumin aldehyde

-

4/15

-

-11

1266

پارا منتا-1و3-دین-7-آل،
 p-mentha-1,3-dien-7-al

-

1/12

-

-

1268

پارامنتا-1و4-دین-7-آل،  p-mentha-1,4-dien-7-al

-

5/13

-

-

1273

ترانس- آنتول،   trans- anethole

3/74

-

-

2/63

1279

نریل استات،  neryl acetate

-

-

8/4

-

1344

ترانس- دودکانال،  trans-dodecanal

-

-

1/2

-

1407

ژرماکرن- دی،  germacerene-D

-

-

-

5/3

1484

آلفا- فارنیسن،  α-farnesene

-

-

-

4/3

1505

جمع

0/99

1/99

3/99

5/95

 

 

 

 

*فهرست ترکیبات خارج شده از ستون DB-1 به ترتیب زمان بازداری

 

** شاخص بازداری در ستون DB-1 بر اساس منابع ان-آلکان (1)

 

 

جدول2. درصد تجزیه محتوای زیرالنون شیرابه شکمبه گاو توسط اسانس و عصاره های مختلف بذرهای چهار گیاه دارویی در غلظت دو در هزار (نسبت اسانس به توکسین: 500 به 1) بعد از 24 ساعت نگهداری روی شیکر انکوباتور با سرعت 200 دور در دقیقه و دمای ℃ 39 در شرایط تاریکی.

 

گیاه

نام علمی

درصد تجزیه زیرالنون توسط اسانس و عصاره­های گیاهی (mg/mL2)

اسانس

عصاره اِن-هگزانی

عصاره اتیل استاتی

عصاره متانولی

گشنیز

Coriandrum sativum

a**72/1±8/55*

b0/1±0/49

h29/0±0/7

j 0

رازیانه

Foeniculum vulgar

ef94/0±3/16

e 85/0±6/18

i25/0±3/5

i19/0±6/4

گلپر

Heracleum persicum

e90/0±5/17

g 28/0±3/11

d57/0±6/31

c57/0±3/34

زیره سبز

Cuminum cyminum

g35/0±6/10

j17/0±23/3

j14/0±11/3

j 0

 

* هر عدد میانگین سه تکرار ± خطای استاندارد می­باشد.

 

**حروف غیر مشابه نشان­دهنده­ی تفاوت بسیار معنی دار براساس آزمون چند دامنه‌ای دانکن در سطح %1 می­باشد.

 

 

جدول3.  درصد تجزیه محتوای زرالنون شیرابه شکمبه گاو توسط اسانس و عصاره­های برتر در نسبت های مختلف به توکسین (125 به 1، 250 به 1و 500 به 1) پس از 48 ساعت نگهداری در شیکر انکوباتور با سرعت 200 دور در دقیقه و دمای ℃ 39 در تاریکی.

 

 

نسبت

زمان (ساعت)

اسانس گشنیز

عصاره ان­هگزانی گشنیز

عصاره متانولی گلپر

عصاره اتیل استاتی گلپر

 

 

12

s57/0±5/9

t0/0

t0/0

t**0/0*

نسبت اسانس/عصاره : توکسین

 

24

qr41/1±8/17

t0/0

t0/0

t0/0

1:125

36

p52/1±6/22

t0/0

t0/0

t0/0

 

48

o12/2±2/25

t0/0

t0/0

t0/0

 

12

qr57/0±6/18

gh41/1±2/48

o70/0±6/25

t0/0

1:250

24

k0/1±5/36

f57/0±5/52

o57/0±0/26

r70/0±7/16

 

36

jk41/1±9/37

de129/2±6/59

n15/1±6/28

qr41/1±8/18

 

48

gh15/1±2/46

d41/1±2/63

m57/0±6/31

p41/1±3/21

 

12

n70/0±5/29

h0/1±5/18

kl57/0±5/35

s0/1±0/12

 

24

f70/0±8/53

g0/1±5/49

l57/0±6/34

m57/0±5/31

1:500

36

e41/1±2/58

c57/0±8/67

ij52/1±2/39

l70/0±5/33

 

48

a12/2±5/79

ab12/2±2/74

gh0/1±0/46

i41/1±8/41

 

*هر عدد میانگین سه تکرار ± خطای استاندارد می باشد.

 

**حروف غیر مشابه نشان­دهنده­ی تفاوت بسیار معنی دار براساس آزمون چند دامنه‌ای دانکن در سطح %1 می­باشد.

 

  1. Adams, R. P. (2007). Identification of Essential Oil Components by Gas Chromatography/Mass Spectroscopy. J Am Soc. Mass Spectrom. 18, 803- 806,  https://doi.org/10.1016/j.jasms.2007.01.001
  2. Alinezhad, S., Kamalzadeh, A., Shams-Ghahfarokhi, M., Rezaee, M.-B., Jaimand, K., Kawachi, M., Razzaghi-Abyaneh, M. (2011). Search for novel antifungals from 49 indigenous medicinal plants: Foeniculum vulgare and Platycladus orientalis as strong inhibitors of aflatoxin production by Aspergillus parasiticus. Ann. Microbiol. 61(3), 673-681. https://doi.org/10.1007/s13213-010-0194-1.
  3. Atanda, O., Akpan, I., Oluwafemi, F. (2007). The potential of some spice essential oils in the control of A. parasiticus CFR 223 and aflatoxin production. Food control,18(5):601-607, https://doi.org/10. 1016j.foodcont.2006.02.007.
  4. Belhassen, H., Jiménez-Díaz, I., Arrebola, J., Ghali, R., Ghorbel, H., Olea, N., Hedili, A. (2015). Zearalenone and its metabolites in urine and breast cancer risk: a case-control study in Tunisia. Chemosphere, 128, 1-6, https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2014.12.055
  5. Bluma, R., Amaiden, M., Etcheverry, M. (2008). Screening of Argentine plant extracts: impact on growth parameters and aflatoxin B 1 accumulation by Aspergillus section Flavi. Int. J Food Microbiol. 122(1), 114-125, https://doi.org/10.1016/j.ijfoodmicro.2007.11.050.
  6. Borutova, R., Faix, S., Placha, I., Gresakova, L., Cobanova, K., Leng, L. (2008). Effects of deoxynivalenol and zearalenone on oxidative stress and blood phagocytic activity in broilers. Arch. Anim. Nutr. 62(4), 303-312, https://doi.org/10.1080/17450390802190292.
  7. British Pharmacopoea (BP).  (1993) Vol.  2, H M Stationery Office: London A-154.
  8. Burdock, G. A., Carabin, I. G. (2009). Safety assessment of coriander (Coriandrum sativum L.) essential oil as a food ingredient.  Food. Chem. Toxicol. 47(1), 22-34, https://doi.org/10.1016/j.fc t.2008.11.006.
  9. Dwivedi, S. K., Dubey, N. (1993). Potential use of the essential oil of Trachyspermum ammi against seed-borne fungi of Guar (Cyamopsis tetragonoloba L.(Taub.). Mycopathologia, 121(2), 101-104, https://doi.org/10.1007/BF01103577.
  10. Farzaneh, M., Shi, Z.-Q., Ghassempour, A., Sedaghat, N., Ahmadzadeh, M., Mirabolfathy, M., Javan-Nikkhah, M. (2012). Aflatoxin B1 degradation by Bacillus subtilis UTBSP1 isolated from pistachio nuts of Iran. Food Control, 23(1), 100-106, https://doi.org/10.1016/j.foodcont.2011.06.018.
  11. Firuzi, O., Asadollahi, M., Gholami, M., Javidnia, K. (2010). Composition and biological activities of essential oils from four Heracleum species. Food Chem. 122(1), 117-122, https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2010.02.026.
  12. Gachkar, L., Yadegari, D., Rezaei, M. B., Taghizadeh, M., Astaneh, S. A., Rasooli, I. (2007). Chemical and biological characteristics of Cuminum cyminum and Rosmarinus officinalis essential oils. Food Chem. 102(3), 898-904, https://doi.org/10.1016/j.foodchem .2006.06.035.
  13. Gorran, A., Farzaneh, M., Shivazad, M., Rezaeian, M., Ghassempour, A. (2013). Aflatoxin B1-reduction of Aspergillus flavus by three medicinal plants (Lamiaceae). Food Control, 31(1), 218-223, https://doi.org/10.1016/j.foodcont.2012.09.024.
  14. Hajare, S. S., Hajare, S. N., Sharma, A. (2005) Aflatoxin inactivation using aqueous extract of ajowan (Trachyspermum ammi) seeds. J. Food Sci. 70(1), 29-34, https://doi.org/10.1111/j.1365-2621.2 005.tb09016.
  15. Hajhashemi, V., Sajjadi, S. E., Heshmati, M. (2009). Anti-inflammatory and analgesic properties of Heracleum persicum essential oil and hydroalcoholic extract in animal models. J. Ethnopharmacol. 124(3), 475-480. https://doi.org/10.1016/j.je p.2009.05.012.
  16. Hassanat, F., Gervais, R., Julien, C., Massé,  D. I., Lettat A., Chouinard P. Y., Petit H. V., Benchaar C. (2013). Replacing alfalfa silage with corn silage in dairy cow diets: Effects on enteric methane production, ruminal fermentation, digestion, N balance, and milk production. J. Dairy Sci. 96, 4553–4567. https://doi.org/10.3168/j ds.2012-6480.
  17.  Hormisch, D., Brost, I., Kohring, G.-W., Giffhorn, F., Kroppenstedt, R., Stackebradt, E. Holzapfel, W. (2004). Mycobacterium fluoranthenivorans sp. nov., a fluoranthene and aflatoxin B 1 degrading bacterium from contaminated soil of a former coal gas plant. Syst Appl Microbiol. 27(6), 653-660. https://doi.org/10.1078/0723202042369866.
  18. Hoseiniyeh, F. S., Mirabolfathy, M., Rezaie, D. H., Karami, O. R. (2012). Effect of five essential oils on zearalenone production and growth of Fusarium graminearum. Appl Entomol Phytopathol, 80(1), 81-94.
  19. Huwig, A., Freimund, S., Käppeli, O., Dutler, H. (2001). Mycotoxin detoxication of animal feed by different adsorbents. Toxicol. Lett. 122(2),179-188, https://doi.org/10.1016/S0378-4274(01)00360-5.
  20. Kohiyama, C.Y., Yamamoto Ribeiro, M. M., Mossini, S. A., Bando, E., Bomfim Nda, S., Nerilo S. B., Rocha, G. H., Grespan, R., Mikcha, J. M., Machinski, M. J. (2015). Antifungal properties and inhibitory effects upon aflatoxin production of Thymus vulgaris L.by Aspergillus flavus Link. Food Chem. 173, 1006-1010, https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2014.10.135.
  21. Kuiper-Goodman, T., Scott, P., Watanabe, H. (1987). Risk assessment of the mycotoxin zearalenone. Regul. Toxicol. Pharmacol. 7(3), 253-306, https://doi.org/10.1016/0273-2300(87)90037-7.
  22. Måge, A., Julshamn, K., Lunestad, B. (2009). Overvåkningsprogram for Fôrvarer til Fisk og Andre Akvatiske dyr—Årsrapport 2008 og 2009. NIFES, Bergen (in Norwegian).
  23. Massart, F., Saggese, G. (2010). Oestrogenic mycotoxin exposures and precocious pubertal development. Int J Androl. 33(2), 369-376, https://doi.org/10.1111/j.1365-2605.2009.01009.
  24. Moshtaghian, J., Parsons, C., Leeper, R., Harrison, P., Koelkebeck, K. (1991). Effect of sodium aluminosilicate on phosphorus utilization by chicks and laying hens. Poult Sci. 70(4), 955-962, https://doi.org/10.3382/ps.0700955.
  25. Pietsch, C., Kersten, S., Burkhardt-Holm, P., Valenta, H., Dänicke, S. (2013). Occurrence of deoxynivalenol and zearalenone in commercial fish feed: an initial study. Toxins, 5(1), 184-192, https://doi.org/10.3390/toxins5010184
  26. Pietsch, C., Noser, J., Wettstein, F. E., Burkhardt-Holm, P. (2014). Unraveling the mechanisms involved in zearalenone-mediated toxicity in permanent fish cell cultures. Toxicon, 88, 44-61, https://doi.org/10.1016/j.toxicon.2014.06.005.
  27. Ramos, A.-J., Fink-Gremmels, J., Hernández, E. (1996). Prevention of toxic effects of mycotoxins by means of nonnutritive adsorbent compounds. J Food Prot. 59(6), 631-641, https://doi.org/10.431 5/0362-028X-59.6.631.
  28. Reddy, K., Reddy, C., Muralidharan, K. (2009). Potential of botanicals and biocontrol agents on growth and aflatoxin production by Aspergillus flavus infecting rice grains. Food Control, 20(2), 173-178, https://doi.org/10.1016/j.foodcont.2008.03.009.
  29. Santos, G., Rodrigues, I., Naehrer, K., Encarnacao, P. (2010). Mycotoxins in aquaculture: occurrence in feed components and impact on animal performance. Aquac Eur. 35, 6-10.
  30. Tanaka, T., Hasegawa, A., Yamamoto, S., Lee, U. S., Sugiura, Y., Ueno, Y. (1988). Worldwide contamination of cereals by the Fusarium mycotoxins nivalenol, deoxynivalenol, and zearalenone. 1. Survey of 19 countries. J Agric. Food Chem. 36(5), 979-983, https://doi.org/10.1021/jf00083a019
  31. Tognolini, M., Ballabeni, V., Bertoni, S., Bruni, R., Impicciatore, M., Barocelli, E. (2007). Protective effect of Foeniculum vulgare essential oil and anethole in an experimental model of thrombosis. Pharmacol Res. 56(3), 254-260, https://doi.org/10.1016/j.phrs .2007.07.002.
  32. Velazhahan, R., Vijayanandraj, S., Vijayasamundeeswari, A., Paranidharan, V., Samiyappan, R., Iwamoto, T. Muthukrishnan, S. (2010). Detoxification of aflatoxins by seed extracts of the medicinal plant, Trachyspermum ammi (L.) Sprague ex Turrill–structural analysis and biological toxicity of degradation product of aflatoxin G1. Food control, 21(5), 719-725, https://doi.org/10.1016/j.fo odcont.2009.10.014.
  33. Ward, T., Watkins, K., Southern, L., Hoyt, P., French, D. (1991). Interactive effects of sodium zeolite and copper in growing swine: growth, and bone and tissue mineral concentrations. J Anim Sci. 69(2), 726-733.